Endringer i antioksidantaktivitet under enzymfermentering

Kapittel 4 Endringer i antioksidantaktivitet under enzymfermentering

Frukt er rike på næringsstoffer og kommer i mange varianter. Produksjonen av stoffer under gjæring er kompleks og variert, og det er mange studier på deresantioksidantaktivitet. Folk utforsker og oppdager alltid og ser etter mat som er gunstige forMenneskelig helse, så enzymer har blitt et hett tema de siste årene. Den tradisjonelle enzymproduksjonsprosessen er å oppnå enzymer ved naturlig gjæring av frukt og grønnsaker. Basert på tidligere forskning, legger denne artikkelen til 4 gunstige gjæringsbakterier. Denne bakterien i seg selv eksisterer også i enzymet. Etter ytterligere tilsetning av bakterier endres antall og type mikroorganismer i gjæringsprosessen. Hvilken effekt vil denne endringen ha på sin antioksidantaktivitet? I forrige kapittel tok vi epler som et eksempel for en detaljert forklaring. Sammenligningen av antioksidantaktiviteten til eksperimentgruppen og kontrollgruppen ved forskjellige enzymkonsentrasjoner viste at antioksidantaktiviteten til enzymet i eksperimentgruppen var større enn kontrollgruppen. Intensiteten til antioksidantaktivitet gjenspeiler også påliteligheten til enzymet på en viss måte.

Nye urter cistanche med sterk antioksidantkraft

 

Støttende tjeneste for Wecistanche-den største Cistanche-eksportøren i Kina:
E -post: wallence.suen@wecistanche.com
Whatsapp/tlf: +86 15292862950

 

Dette kapittelet legger til vanlige frukt pærer og sitrus til det opprinnelige eksperimentet, og sporer og oppdager endringene i deresantioksidantaktivitetunder gjæring. På grunnlag av å redusere kostnader, håper vi gjennom eksperimenter å reflektere mer omfattende den biologiske aktiviteten til enzymer etter å ha tilsatt bakterier, og gir et visst teoretisk grunnlag og datastøtte for produksjon av mikrobielle enzymer By kunstig inokulering av stammer.

 

 

 

4.1 Materialer og metoder

4.1.1 Materialer

(1) Eksperimentelle materialer

Vask friske epler, pærer og sitrusfrukter med sterilt vann under sterile forhold, tørk dem naturlig på et sterilt operasjonsbord, skrell dem og skjær dem for senere bruk. Tilsett hvitt sukker og frukt i en sterilisert glasskrukke i et masseforhold på 1: 1. Aktiver bakteriene som kreves for eksperimentet og inokulerer dem i enzymet i henhold til det optimale skjemaet (dette operasjonstrinnet er utelatt for kontrollgruppen), forsegler det og legg det på et kjølig og tørt sted. Ta prøver i forskjellige tidsperioder med gjæring ved romtemperatur for å oppnå all enzymvæsken som inneholder fruktmasse, og filtrer den. Ta supernatanten som den eksperimentelle prøven, og bruk den til å måle relevante data etter sentrifugering av dem ved 10, 000 o / min i en høyhastighetssentrifuge i 15 minutter. Det er verdt å merke seg at i prosessen med å lage enzymer, for å unngå unødvendig forurensning, utføres alle våre operasjoner under sterile forhold.

(2) Hovedinstrumenter

Instrumentene som kreves for eksperimentet er de samme som 3.1.1 (2).

 

4.1.2 Metoder

(1) Endringer i total fenolinnhold under gjæring

450 ul prøveløsning ble tilsatt med destillert vann for å lage volumet 46 ml, og deretter ble 1 ml folin-fenolreagens tilsatt. Bland godt og reag i 3min. Deretter ble 3 ml 20% NACO3 tilsatt. Blandingen ble ristet i et vannbad med konstant temperatur ved 25 grader i 2 timer. Destillert vann ble brukt som blank kontroll. Absorbansen A ble målt ved 760nm med spektrofotometer. Tre replikater ble utført for hver behandling. Det totale fenolinnholdet ble beregnet i henhold til standardkurve ligningen.

(2) Endringer i å redusere kraft under gjæring

Tilsett 45 0 μl prøve til 2,5 ml fosfatbuffer med en konsentrasjon på 0. 2Mol/L og en pH -verdi på 6,6, og legg deretter til 2,5 ml PaliumlerrocoCid (w/v) med en massekonsentrasjon på 1%, reakt ved TRICHERLERROACEY ( (vekt/volum) med en massekonsentrasjon på 10%, sentrifuge ved 3000 o/min i 10 minutter, ta ut og trekker umiddelbart 2,5 ml supernatant i en volumetrisk kolbe, tilsett 2,5 ml destillert vann og 0,5 ml jernklorid (vekt/volum) med et massekonsentrasjon på 0,1%. Bruk destillert vann som en tom kontroll, og måle absorbansen A med en bølgelengde på 700nm med et spektrofotometer. Utfør 3 replikater for hver behandling. Styrken til å redusere kraften bestemmes basert på absorbansverdien.

 

(3) Endringer i superoksydanion radikal rensingsevne under gjæring
Plasser 4,5 ml av 0. {{1 0}} 5 mol/l pH 8,2 Tris-HCl-buffer i et vannbad med konstant temperatur og juster temperaturen til 25 grader. Etter 20 minutter, tilsett 1 ml enzymprøveløsning og 0,4 ml pyrogalloloppløsning med en molkonsentrasjon på 25 mmol/l. Bland godt og legg i et 25 graders vannbad i 5 minutter. Tilsett 1,0 ml 8 mol/L HCl for å avslutte reaksjonen. Bruk Tris-HCl-buffer som referanse og bruk et spektrofotometer for å måle absorbansen A ved 299 nm for å beregne rensfrekvensen. Den blanke kontrollgruppen bruker 1 ml løsningsmiddel i stedet for prøve. Superoksydanionens radikale rensingshastighet beregnes i henhold til formel 4.1: Superoksydanionradikal rensingshastighet (%)=(A 1- A2)/A1 × 100 (4.1) hvor: A1 er absorbansen til den blanke kontrollgruppen; A2 er absorbansen av enzymprøveløsningen til den eksperimentelle gruppen.

 

(4) Endringer i hydroksylradikal rensingsevne under gjæring

 

Tilsett vann til 45 0 μl prøveløsning til 2 ml, og tilsett den deretter til 1,4 ml hydrogenperoksyd med en molmassekonsentrasjon på 6 mmol/l, tilsett deretter 0,6 ml natriumsalisyl med et molmatemperaturkonsentrasjon av 20 mm/L og 2Ml/en molat og en molat med en molatkonsentrasjon av 20 mm/L og 2Ml/a molat med en molmat med 20 mol/L og 2 mol/L og 2 mol/L og 2 mol/L og 2 mol/l og Bad ved 37 grader for 1 time. Null med destillert vann, og måle absorbansen A med en bølgelengde på 562nm med et spektrofotometer. Tre replikater ble utført for hver behandling. Hydroksylradikal -rensingshastigheten ble beregnet i henhold til formel 4.2: hydroksylradikal rensingshastighet (%)=[(a 1- a2)/a1] × 100 (4.2) hvor: A1 er den gjennomsnittlige absorbansen til blankt; A2 er den gjennomsnittlige absorbansen av prøveløsningen.

 

(5) Endringer i DPPH frie radikal rensingsevne under gjæring
Overfør nøyaktig 2 ml enzymprøveløsning til en 1 0 ml volumetrisk kolbe, og tilsett deretter 2 ml 80% dPPH etanol vandig løsning til den volumetriske kolben, med en molmassekonsentrasjon på 2 × 10-4 mol/l. Bland godt og la stå ved romtemperatur i 30 minutter. Ta 80% etanolløsning som referanse og måle absorbansen til prøven med en bølgelengde på 517 nm, som er registrert som A1. Bland 2 ml DPPH -løsning og 2 ml 80% etanoloppløsning, og måler absorbansen deres ved samme bølgelengde, som er registrert som A0. Bland 2 ml enzymoppløsning og 2 ml 80% etanoloppløsning, og måler absorbansen deres ved samme bølgelengde, som registreres som A2. Tre replikater ble utført for hver behandling. Beregn DPPH -frie radikale rensfrekvens i henhold til formel 4.3:
DPPH Free Radical Scavenging Rate (%) {{0}} [1- (a 1- a2)/a 0] × 100 (4.3) hvor: A1 er den gjennomsnittlige absorbansen til 2 ml DPPH 80% ethan: A2 er absorbansen av 2 ml enzymløsning og 2 ml 80% etanol blandet løsning; A0 er absorbansen av 2 ml DPPH -løsning og 2 ml 80% etanol blandet løsning.

(6) Endringer i ABTS frie radikal renseevne under gjæring
8 ul prøveløsning ble supplert til 10 ul med fosfatbuffer (5 mmol/L pH 7,4) og deretter blandet jevnt med 10 ml kaliumsulfat og ABTs blandet løsning for å reagere ved en reaksjonstemperatur på 30 grader og en reaksjonstid på 5 minutter. Null løsningen med destillert vann og måle absorbansen A ved en bølgelengde på 734 nm ved bruk av et spektrofotometer. Tre replikater ble utført for hver behandling. ABTS -frie radikale rensingsgraden ble beregnet i henhold til formel 4.4:
Abts Free Radical Scavenging Rate (%)=[(A 1- A2)/A1] × 100 (4.4) hvor: A1 er absorbansen til den blanke kontrollgruppen; A2 er absorbansen til den eksperimentelle gruppen.