Virkningen av høyt saltinntak på et naturlig tarmøkosystem hos villmus
Oct 30, 2023
Abstrakt: Pattedyr-holobionten huser et komplekst og gjensidig avhengig mutualistisk tarmbakteriesamfunn. Endringer i sammensetningen av dette bakteriekonsortiet er kjent for å være et nøkkelelement i vertshelse, immunitet og sykdom. Blant mange andre er kostholdsvaner virkningsfulle drivere for en potensiell forstyrrelse av den gjensidige interaksjonen mellom bakterier og vert. I denne sammenheng har vi tidligere demonstrert at en høysaltdiett (HSD) fører til en dysbiotisk tilstand av murin tarmmikrobiota, preget av en reduksjon eller utarming av velkjente helsefremmende tarmbakterier. På grunn av et kontrollert og desinfisert miljø har imidlertid konvensjonelle laboratoriemus (CLM) en mindre mangfoldig tarmmikrobiota sammenlignet med ville mus, noe som fører til dårlige translasjonsresultater for tarmmikrobiomstudier, siden et redusert mangfold av tarmmikrobiota kan mislykkes i å skildre komplekset gjensidig avhengige. nettverk av mikrobiomet. Her evaluerte vi HSD-effekten på tarmmikrobiota i CLM sammenlignet med ville mus, som har et naturlig tarmøkosystem som i større grad etterligner situasjonen hos mennesker. Mus ble behandlet med enten kontrollmat eller HSD og tarmmikrobiota ble profilert ved bruk av amplikonbaserte metoder rettet mot 16S ribosomale genet. I tråd med tidligere funn avslørte resultatene våre at HSD induserte betydelig tap av alfa-diversitet og omfattende modulering av tarmmikrobiotasammensetningen i CLM, preget av reduksjonen i potensielt gunstige bakterier fra Firmicutes phylum som slektene Lactobacillus, Roseburia, Tuzzerella, Anaerovorax og økning i Akkermansia og Parasutterella. Imidlertid viste HSD-behandlede villmus ikke de samme endringene i form av alfa-diversitet og tap av Firmicutes-bakterier som CLM, og mer generelt viste villdyr bare mindre endringer i tarmmikrobiotasammensetningen etter HSD. I tråd med dette antydet den 16S-baserte funksjonelle analysen bare store endringer i tarmmikrobiota-økologiske funksjoner i CLM sammenlignet med ville mus på HSD. Funnene våre indikerer at rikere og vill-avledet tarmmikrobiota er mer motstandsdyktig mot kosttilskudd som HSD, sammenlignet med tarmmikrobiota av CLM, som kan ha viktige implikasjoner for fremtidig translasjonsmikrobiomforskning.
cistanche tubulosa-forbedre immunsystemet
Nøkkelord: mikrobiom; kosthold med høyt saltinnhold; immunitet; villling
1. Introduksjon
Tarmen til pattedyr er kolonisert av et komplekst og mangfoldig bakteriesamfunn, som sammen med verten skaper et delikat symbiotisk forhold [1,2]. Dette bakteriesamfunnet utøver mange funksjoner som er nyttige for verten, inkludert metabolske, immunmodulerende og trofiske funksjoner [3–7] og tarmmikrobiotasammensetningen kan endres i løpet av livet, i tråd med de spesifikke behovene og fysiologien til verten [1,8, 9]. Mange fordelaktige funksjoner til tarmhelsefremmende bakterier er mediert av anaerobe fermenteringsavledede metabolitter [10–13] og dysbiotiske tilstander kan påvirke vertshelsen betydelig [2,11,14,15]. Den økende bekymringen for livsstilspåvirkning på helse har ført til en økt vitenskapelig interesse for involvering av tarmmikrobiota og dens translasjonsimplikasjoner [16,17]. Faktisk er tarmmikrobiotaen formet av både ytre (f.eks. livsstil, kosthold og medisinske behandlinger) og indre (f.eks. vertsgenetikk, immun- og metabolske reguleringer) faktorer [8,18–20]. Det er generelt anerkjent at ekstrinsiske elementer kan fremkalle virkningsfulle effekter, med kosthold som en av de viktigste medvirkende faktorene til å påvirke tarmmikrobiotaens sammensetning og funksjon [1,2,21]. Vestlige kostholdskomponenter, som høyt saltinntak, er kjent for å skade vertshomeostase ved å påvirke immunsystemet og endre tarmmikrobiota og sykdom [18,22–37]. I murin tarmmikrobiota er en høysaltdiett (HSD) assosiert med reduksjon av helsefremmende bakterier kjent som produsenter av kortkjedede fettsyrer (SCFA) som Lactobacillus spp., Bifidobacterium, Blautia og Faecalibaculum [28, 29,38–41], sammen med en økning i overflod av Akkermansia, en annen opportunistisk SCFA-produsent som har vist seg å påvirke vertsimmunitet og sykdom i forskjellige modellsystemer [42,43]. Murine dyremodeller brukes ofte for å studere hvordan kostholdsfaktorer kan forme tarmmikrobiota, immunsystem og sykdom [29,44–46]. Selv om bruken av konvensjonelle laboratoriemus (CLM) fortsatt er et gyldig alternativ for mange studier, klarer det noen ganger ikke å oversette tarmmikrobiotafokuserte applikasjoner [47–49]. For eksempel ble immunologisk og metabolomisk forskning i murine modeller av inflammatorisk tarmsykdom (IBD) og fedme vist å dårlig forutsi translasjonsresultater av studier av tarmmikrobiota [50]. Dette kan skyldes mange iboende forskjeller i disse modellsystemene, slik som ulik tarmens anatomi, genetikk og fysiologi [16,50]. Et annet problem med å bruke CLM for å studere mikrobiota-immune interaksjoner er imidlertid domestiseringen av tarmbakteriesammensetningen i CLM, som gjenspeiles i reduksjonen av kompleksiteten og motstandskraften til CLM-tarmmikrobiotaen sammenlignet med ville mus [51]. Behovet for desinfiserte og kontrollerte miljøer står overfor en redusert tilstedeværelse av potensielle patogener og parasitter, noe som antas å følgelig føre til et mindre "utdannet" immunsystem i CLM sammenlignet med ville mus [51–53]. For å løse dette problemet, ble villdyrmodellen utviklet av C57BL/6 mus-avledet embryooverføring til ville mus for å oppnå en vill-avledet tarmmikrobiota, for å overvinne translasjonsproblemet med immunologiske tarmmikrobiotastudier [54]. Nyere studier som involverte denne musemodellen viste overlegne resultater i å forutsi translasjonsverdien av eksperimentelle immunterapier sammenlignet med CLM [54,55]. Dessuten var mikrobiota fra villdyrtarm mer motstandsdyktig og motstandsdyktig mot antibiotikabehandling og fettrik diett sammenlignet med CLM, sammenlignet med den mer komplekse situasjonen hos mennesker [54,55]. Til tross for de etablerte effektene av HSD på tarmmikrobiota, immunsystemet og ulike sykdomsmodeller i CLM, er effekten av høyt saltinntak på naturlig, villavledet tarmmikrobiota ukjent. I denne studien evaluerte vi effekten av HSD på forskjellige tarmbakterieøkosystemsammensetninger og prediktive funksjoner til CLM sammenlignet med ville mus.
2. Materialer og metoder
2.1. Dyr og kosthold
Villtype C57BL/6 mus (7–8 uker gamle hunner, n=20) ble kjøpt fra Charles River og plassert i dyreanlegget til University of Hasselt under standardiserte forhold. Vilde mus (C57BL/6 genetisk bakgrunn, hanner n=12 og hunner n=11) [54] ble holdt i dyreanlegget i UHasselt under standardiserte forhold. Dyrestudier ble godkjent av Ethical Committee on Animal Experiment (ECAE) ved Hasselt University (ID201618A4V1, ID202235). Mus ble plassert (4 mus/bur) i et temperaturkontrollert rom (21–23 ◦C) med en 12:12 timers lys/mørke lyssyklus. Følgende rensede dietter ble kjøpt fra Ssniff (Soest, Tyskland): 0,5 % NaCl/kontrolldiett (E15430-04) og 4% NaCl/HSD (E15431-34). For HSD ble dyrene foret med 1 % NaCl i drikkevannet i tillegg til E15431-34, som beskrevet i [28]. CLM-mus var likt fordelt mellom kontrollgruppen (n=10) og HSD (n=10). For de ville musene var hann- og hunnindividene også likt fordelt i kontroll- og HSD-diettgruppene (6 hanner for kontroll, 6 hanner for HSD, 5 hunner for kontroll og 6 hunner for HSD).
cistanche planteøkende immunsystem
2.2. DNA-ekstraksjon
Mikrobiell DNA-ekstraksjon ble utført som beskrevet i [28], ved å bruke en modifisert protokoll for QIAmp Fast DNA Stool Mini Kit (Qiagen, Hilden, Tyskland). Kort fortalt ble fekale pellets tilsatt en 2-mL Eppendorf inneholdende 0,5 mm glasskuler og 1,5 ml lysisbuffer (ASL) (Qiagen, Hilden, Tyskland). Perleslaging ble brukt for å utføre mekanisk homogenisering av pellets. Full ekstraksjon ble utført i henhold til produsentens protokoll med mindre modifikasjoner (forlengelse av proteinase K-inkubasjonstiden til 2 timer ved 70 ◦C). DNA-konsentrasjoner ble evaluert ved bruk av et NanoDrop ND-1000-spektrofotometer (NanoDrop Technologies, Wilmington, DE, USA) og lagret ved -20 ◦C før 16S rRNA-genamplifikasjon.
2.3. 16S rRNA genamplifikasjon og sekvensering
16S rRNA gensekvens ble amplifisert ved å bruke en primer spesifikk for V4-regionen (F515/R806), som tidligere beskrevet [56]. Kort fortalt ble 25 ng DNA brukt per PCR-reaksjon (30 µL) (KAPA HiFi HotStart ReadyMix, Roche, Basel, CH, USA) med initial denaturering i 30 s ved 98 ◦C, etterfulgt av 25 sykluser (10 s ved 98 ◦ C, 20 s ved 55 ◦C og 20 s ved 72 ◦C). Reaksjoner ble utført i tre eksemplarer, samlet per prøve og renset med et magnetisk perlebasert oppryddingssystem (Agencourt AMPure XP, Beckman Coulter, Brea, CA, USA). Bibliotekforberedelse ble utført med en begrenset syklus PCR for å oppnå det indekserte biblioteket ved bruk av Nextera-teknologi (Nextera XT Index Kit, Illumina, San Diego, CA, USA), etterfulgt av et andre AMPure XP-magnetiske perler-oppryddingstrinn. Indekserte prøver ble deretter normalisert til samme konsentrasjon på 4nM, slått sammen og sekvensert på en Illumina MiSeq-plattform PE300 med en 2 × 300 bp paret ende-protokoll i henhold til selskapets protokoll (Illumina, Inc., San Diego, CA, USA).
cistanche tubulosa-forbedre immunsystemet
Klikk her for å se Cistanche Enhance Immunity-produkter
【Be om mer】 E-post:cindy.xue@wecistanche.com / Whats App: 0086 18599088692 / Wechat: 18599088692
2.4. Behandling og statistisk analyse av 16S rRNA-gensekvenseringsdata
Råsekvenser ble behandlet ved bruk av en QIIME 2 [57] rørledning. Etter lengde- og kvalitetsfiltrering (standardparametere), ble avlesningene filtrert og tilordnet operasjonelle taksonomiske enheter (OTUs) ved bruk av DADA2 [58]. Taksonomisk tildeling ble utført av VSEARCH-algoritmen (https://github.com/torognes/vsearch; åpnet 9. november 2022) og Silva-databasen v128 (https://www.arb-silva.de /; åpnet 9. november 2{{40}}22). ASV-tabellen ble deretter normalisert ved rarfaksjon på 6.147 dybde slik at hver prøve nådde platået på slutten av rarfaksjonskurven. Alfa-mangfold ble vurdert ved hjelp av to forskjellige beregninger: OTUs rikdom (Observed), Chao1, Shannon, Simpson, Inverse Simpson (InvSimpson) økologiske indekser. For beta-diversitet ble Bray−Curtis-ulikhet, Jaccard-likhet og Weighted and Unweighted UniFrac-metrikker [59] beregnet og plottet av Principle Coordinates Analysis (PCoA) for å visualisere den virkelige avstanden mellom prøvene. For å normalisere OTU-telletabellen, ble sjeldnere utført i en dybde på 6305 sekvenser per prøve 100 ganger. Utdataene hentet fra OTU-taksonomitildelingen, som en taksonomitabell, ble brukt til å kollapse den normaliserte OTU-tabellen til tabeller for taksonominivåene L2 (Phylum), L5 (Familie) og L6 (Genus). Statistiske analyser ble utført ved å bruke R (https://www.R-project.org/; åpnet 25. november 2022; versjon 4.2.0). R-pakken "vegan" (versjon 2.6-4) [60] ble brukt til å generere beta-mangfoldsberegninger for å sammenligne sammensetningsforskjeller til grupper ved PCoA eller ved hovedkomponentanalyse (PCA). Pakker og dataseparasjon ble testet ved permutasjonstest med pseudo-F-forhold (funksjon "Adonis" i "vegansk"). Separasjon i form av beta-diversitet mellom grupper ble testet ved Permutational Multivariate Analysis of Variance Using Distance Matrices (PERMANOVA, funksjon "Adonis" i "vegan"), mens forskjeller for intra-gruppespredning ble testet ved Multivariate homogeneity of groups dispersion test (PERMDISP , funksjonen "betadisper" i "vegansk"). Taxa som ikke var til stede i minst 4 prøver ble ekskludert fra analysen. Forskjeller når det gjelder relative taxa-mengder ble først evaluert med den foreløpige Kruskal-Wallis-testen mellom 4 grupper og deretter videre evaluert med Wilcoxon-testen mellom følgende sammenligningspar: CLM Control vs. CLM HSD, Wildling Control vs. Wildling HSD, CLM Control vs. wildling Control, CLM HSD vs. wildling HSD. For evaluering av taksonomiske forskjeller mellom wildling og CLM, ble lineær diskriminerende analyseeffektstørrelse (LEfSe: https://huttenhower.sph.harvard.edu/galaxy/; tilgang til 25. november 2022) brukt for å skille hovedtrekkene på slektsnivå [ 61]. LEfSe-resultater ble deretter vist som et søylediagram, med en Linear Discriminant Analysis (LDA) scoreterskel høyere enn 1,0. Når det var nødvendig, ble p-verdier av flere sammenligninger justert ved Benjamini-Hochberg-metoden. En falsk oppdagelsesrate (FDR) Mindre enn eller lik 0,05 ble ansett som statistisk signifikant: * p Mindre enn eller lik 0,05; ** p Mindre enn eller lik 0,01; *** p Mindre enn eller lik 0,001. Funksjonelle forskjeller mellom mikrobiomer med forskjellig NaCl-innhold i maten (0,5 % og 4 % NaCl-matinnhold) ble analysert av PICRUST2, en bioinformatikkprogramvarepakke for å forutsi metagenomfunksjonelt innhold fra 16s rDNA-gensekvenseringsdata (https://huttenhower.sph. harvard.edu/picrust/; åpnet 29. november 2022; PICRUST2 2.4.1) [62]. PICRUST2-rørledningen ble brukt på representative sekvenser og deres overflodstabell fra DADA2 ved å bruke standardparametere (https://github.com/picrust/picrust2/wiki/Full-pipeline-script; åpnet 29. november 2022). Fra hele pipeline-utgangen ble metagenomisk prediksjon for KEGG Orthology og MetaCyc-veier bygget som tabeller, med prediktive funksjoner som rader og prøver som kolonner, og brukt til å sammenligne tarmmikrobiotafunksjoner i villdyr og CLM på HSD-regime. Mikrobielle fellesskaps prediktive funksjoner som bidro mest til variasjonen mellom villdyr og CLM etter første (PC1), andre (PC2) og tredje hovedkomponent (PC3) ble valgt for videre analyse av HSD-forbruk i de to modellene. Matrisen med de prediktive funksjonsmengdene ble deretter normalisert, transformert i Centered Log Ratio (CLR) verdier, og log2mean ratio beregnet (HSD/Control) for både villdyr og CLM. Til slutt ble log2mean-forholdene sammenlignet mellom grupper ved Wilcoxon-test og plottet som en kileskrift. Forskjeller mellom grupper ble statistisk sammenlignet i R-programvare ved bruk av Wilcoxon-test- og Kruskal-Wallis-testfunksjoner og p-verdier justert ved Holm- eller Benjamini-Hochberg-metoden.
3. Resultater
3.1. HSD påvirker mangfold og sammensetning av CLM og Wildling Gut Microbiota
For å undersøke virkningen av HSD på et vill-avledet tarmmikrobielt økosystem hos mus, matet vi HSD eller kontrolldietter til villmus og CLM. Mus ble holdt på diettregimer i to uker, og sammensetningen av fekal tarmmikrobiota ble deretter undersøkt ved 16S RNA-gensekvensering fra fekale pellets samlet på dag 14 (figur 1A). I tråd med en tidligere rapport ble det ikke påvist noen sterke forskjeller når det gjelder kroppsvekter mellom kontroll- og HSD-grupper av CLM og ville mus [29]. For å vurdere den forskjellige tarmmikrobiotaen mellom de to modellene CLM og ville mus ved baseline, estimerte vi alfa-diversitet (Observed eller Richness, Chao1, Shannon, Simpson og Inverse Simpson-indekser), beta-diversitet (Bray-Curtis-ulikhet) og de viktigste taksonomiske forskjeller. I tråd med tidligere studier [54], ble villdyrtarmmikrobiota preget av større mikrobiell rikdom (Figur 1B, alle alfa-diversitetsindekser), samt en distinkt og mer heterogen mikrobiell sammensetning enn CLM (Figur 1C, PERMANOVA p {{9} }.001 & PERMDISP p=0.0009, wildling vs. CLM; og figur S1). Når det gjelder mikrobielle signaturer, ble CLM og villmuss tarmmikrobiota preget av forskjellige bakterielle taksa (figur S1). I tråd med Rosshart et al. [54] tilhører bakterietaxa fra ville mus til Intestinomonas, Desulfovibrio, Tuzzerella, Oscillobacter, Orodibacter og den patogene slekten Helicobacter, som karakteriserte den viltavledede ikke-domestiserte profilen til denne modellen (figur S1).
Figur 1. HSD-påvirkning på bakteriesammensetningen til CLM (n=10/gruppe) og ville mus (n=11 for villdyr Ctrl og n=12 for villdyr HSD). (A) Eksperimentell design. C57BL/6 CLM eller ville mus ble matet med 0,5 % NaCl (kontroll, Ctrl) eller høysalt 4 % NaCl (HSD) og tarmbakteriesamfunnet tarm preget av 16S rRNA-genamplikonsekvensering. (B) Indekser for alfa-mangfold av fekal tarmmikrobiota av CLM og villdyr; fra venstre til høyre vises følgende indekser: Observert (OUT richness), Chao1, Shannon, Simpson, Simpson (Inverse Simpson). Forskjeller mellom grupper blir evaluert statistisk ved Wilcoxon-testen. (C) Hovedkoordinatanalyseplott av beta-diversitetsordinasjon fra Bray−Curtis-forskjellsmetrikk mellom CLM vs. wildling (øverst), CLM-kontroll vs. CLM HSD (nederst til venstre), og wildling-kontroll vs. wildling HSD (nederst til høyre); separasjon og homogenitet mellom grupper ble beregnet ved henholdsvis PERMANOVA- og PERMDISP-tester. * p Mindre enn eller lik 0.05; ** p Mindre enn eller lik 0.01; **** p Mindre enn eller lik 0.0001. Figur 1. HSD-påvirkning på bakteriesammensetningen til CLM (n=10/gruppe) og ville mus (n=11 for vill Ctrl og n=12 for vill HSD). (A) Eksperimentell design. C57BL/6 CLM eller ville mus ble matet med 0,5% NaCl (kontroll, Ctrl) eller høysalt 4% NaCl (HSD) og tarmbakteriesamfunnet tarm preget av 16S rRNA-genamplikonsekvensering. (B) Indekser for alfa-mangfold av fekal tarmmikrobiota av CLM og villdyr; fra venstre til høyre vises følgende indekser: Observert (OUT richness), Chao1, Shannon, Simpson, Simpson (Inverse Simpson). Forskjeller mellom grupper blir evaluert statistisk ved Wilcoxon-testen. (C) Hovedkoordinatanalyseplott av beta-diversitetsordinasjon fra Bray−Curtis-forskjellsmetrikk mellom CLM vs. wildling (øverst), CLM-kontroll vs. CLM HSD (nederst til venstre), og wildling-kontroll vs. wildling HSD (nederst til høyre); separasjon og homogenitet mellom grupper ble beregnet ved henholdsvis PERMANOVA- og PERMDISP-tester. * p Mindre enn eller lik 0,05; ** p Mindre enn eller lik 0,01; **** p Mindre enn eller lik 0,0001.
HSD induserte en signifikant reduksjon i bakteriell mangfold (Figur 1B, alle alfa-diversitetsindekser) samt et betydelig mikrobielt skifte i sammensetningen av CLM (Figur 1C, PERMANOVA p=0.001, PERMDISP p=0 .1, CLM Ctrl vs. CLM HSD). I motsetning til dette var tarmmikrobiotaen til ville mus preget av høyere mangfold etter HSD (Figur 1B, Observed & Chao1-indekser), avvikende fra CLM, og de ble også preget av mindre uttalt mikrobiell sammensetningsskifte etter HSD sammenlignet med CLM (Figur 1C, PERMANOVA p=0.001, PERMDISP p=0.5, wildling Ctrl vs. wildling HSD).
3.2. Tarmmikrobiell sammensetning av villmus er mer motstandsdyktig mot HSD enn CLM
Bakteriesammensetningsforskjeller mellom wildling og CLM ble ytterligere taksonomisk karakterisert. På filumnivå var de mest tallrike phylaene når det gjelder relativ overflod: Firmicutes (CLM: 52 ± 12%, villdyr: 32 ± 34%), Bacteroidota (CLM: 24 ± 23%, villdyr: 57 ± 19%), Actinobacteriota (CLM: 1{{10}} ± 7 %, villdyr: 0,7 ± 1,3 %) og Verrucomicrobiota (CLM: 24 ± 23 %, villdyr: 0 %/ikke påvist) (Figur 2). Den tarmmikrobielle profilen viste ytterligere forskjellige forekomster for alle phyla påvist i fekale prøver mellom villmus og CLM (figur 2). Spesielt var kjernemikrobiota phyla Firmicutes, Bacteroidota og Verrucomicrobiota signifikant forskjellige mellom de to modellene (figur 2). Mer spesifikt, på familienivå, ble et annet bidrag observert i villdyr vs. CLM tarmmikrobiota for de fleste av bakteriene som tidligere er rapportert som HSD-sensitive [28], inkludert Lactobacillaceae, Clostridiaceae, Peptostreptococcaceae og Akkermansiaceae (Figur 3). I tråd med dette ble lignende trender bekreftet på slektsnivå mellom wildling- og CLM-prøver for hovedmedlemmene i de nevnte familiene; blant disse var de mest representative Lactobacillus, Roseburia, Tuzzerella, Faecalibaculum og Akkermansia (figur S1 og 4). For ytterligere å karakterisere virkningen av HSD på CLM og villdyrtarmmikrobiotasammensetninger, analyserte vi også virkningen av kostholdsregimet på forskjellige klassifiseringsnivåer. På filumnivå var HSD-behandlet CLM-tarmmikrobiota preget av betydelig utarming av Firmicutes og anrikning av Verrucomicrobiota (Figur 2), men ingen av hovedfilene ble påvirket av HSD i villdyrprøver (Figur 2). På familienivå var CLM tarmmikrobiota preget av betydelig utarming av melkesyreproduserende bakterier som Lactobacillaceae, samt SCFA-produsenter som Peptostreptococcaceae og Clostridiaceae (Figur 3). I tillegg, i HSD-matet CLM, observerte vi økninger i Akkermansiaceae, Sutterellaceae, Defluvitaleaceae og Eggerthellaceae (figur 3). Derimot påvirket HSD forskjellige bakteriefamilier i villdyrtarmmikrobiota, blant dem de to svært rikelige Muribaculaceae og Prevotellaceae, som begge ble økt etter HSD (Figur 3). Bakteriemodulering som mest bidro til HSD-effekt i CLM inkluderte økningen av slektene Akkermansia, Parasutterella og Enterorhabdus, samt reduksjonen av Lactobacillus, Roseburia, Tuzzerella, (Eubacterium) oxidoreducens-gruppen, Muribaculum og Anaerovorax (Figur 4). Bortsett fra Roseburia, var ingen av de nevnte slektene påvirket av HSD i villdyrtarmmikrobiota, mens slekten Anaerovorax viste en motsatt tendens fra CLM (Figur 4).
Figur 2. HSD-effekt på bakteriefyla fra tarmmikrobiota av CLM (n=10/gruppe) og villmus (n=11 for villdyr Ctrl og n=12 for villdyr HSD). Total sammensetning når det gjelder phyla relativ overflod er vist ved søyleplott for hvert individ (øverst) og boksplott for spesifikke phyla (nederst); statistiske sammenligninger ble utført mellom grupper ved Wilcoxon-test. * p Mindre enn eller lik 0.05; ** p Mindre enn eller lik {{10}}.01; *** p Mindre enn eller lik 0,001; **** p Mindre enn eller lik 0,0001.
Figur 3. Påvirkning av matinntak med høyt saltinnhold på bakteriefamilier av CLM (n=10/gruppe) og viltlevende mus (n=11 for viltlevende Ctrl og n=12 for viltlevende HSD). Den totale sammensetningen på familienivå er representert med søyleplott per hver enkelt (øverst) og boksplott for spesifikke familier (nederst); statistiske sammenligninger ble utført mellom grupper ved Wilcoxon-test. * p Mindre enn eller lik 0.05; ** p Mindre enn eller lik {{10}}.01; *** p Mindre enn eller lik 0,001; **** p Mindre enn eller lik 0,0001.
Figur 4. Endringer i bakterieslekter i CLM (n=10/gruppe) og ville mus (n=11 for vill Ctrl og n=12 for vill HSD). Samlet relativ overflodsbidrag på slektsnivå er plottet som et sirkulært søyleplott for hvert individ (på toppen) og et boksplott for spesifikke slekter (nederst); statistiske sammenligninger ble utført mellom grupper ved Wilcoxon-test. * p Mindre enn eller lik 0.05; ** p Mindre enn eller lik 0.01; *** p Mindre enn eller lik 0,001; **** p Mindre enn eller lik 0,0001.
3.3. HSD påvirker prediktive mikrobielle funksjoner i CLM, men ikke i Wildling Mus
PICRUST 2-utgang oppdaget ingen signifikant forskjell mellom mikrobielle fellesskapsfunksjoner til vill HSD vs. ubehandlede villmus for både KEGG Orthology og MetaCyc pathway-annoteringer, med det eneste unntaket av HSD-indusert økt funksjon på recG-genet for en ATP-avhengig helikase fra KEGG-ortologien (figur 5A). HSD-påvirkning på CLM ble preget av en betydelig reduksjon av prediktive funksjoner for KEGG Orthology, blant dem genet spp (sukrose-6-fosfatase) og pfkA (fosfofruktokinase 1), begge involvert i stivelse og sukrosemetabolisme, som er i tråd med med tidligere funn [28] (Figur 5A). I tillegg var tarmmikrobiotaen til HSD-matet CLM preget av reduserte prediktive funksjoner av gener involvert i membrantransport (feoB for jerntransport, AB 2P AB 2 permeaseprotein, AB 2A AB 2 ATP-bindende protein), glutaminbiosyntese (glnA) , LacI familie transkripsjonsregulator (lacI, galR) og transketolase (tktA, tktB) (Figur 5A). For MetaCyc-veier, beriket HSD signifikant CLM-tarmmikrobiotaen av prediktive funksjoner assosiert med nitratreduksjon (denitrifikasjonsvei), galaktose-nedbrytning (D-galaktarat-nedbrytning, super-vei for D-glukarat og D-galaktarat-nedbrytning), fenyl-propanoat-nedbrytning, fett. syreberging, succinatnedbrytning til butansyre og aminosyrenedbrytning (aromatisk aminnedbrytning, L-leucinnedbrytning) (Figur 5B). Videre, i tråd med tidligere funn [28], mistet HSD-tarmmikrobiota i CLM prediktive funksjoner for aminosyrebiosyntese (supervei for L-alaninbiosyntese, L-lysinbiosyntese), blandet syrefermentering, med ytterligere ny signatur tapt som N- nedbrytning av acetylglukosamin/N-acetylmannosamin/N-acetylneuraminat og nedbrytning av deoksyribonukleosider (pyrimidin- og purindegradering, inosin5fosfatbiosyntese III) (Figur 5B).
Figur 5. Forts.
Figur 5. Effekt av HSD på tarmprediktive metagenomiske funksjoner i CLM (n=10/gruppe) og villling (n=11 for wildling Ctrl og n=12 for wildling HSD) tarmmikrobiota. PICRUST2-utgang plottet som kileskriftplott for KEGG Orthology-annotering (A) og MetaCyc-veier (B) uttrykt som log2 gjennomsnittlig forhold mellom antall prediktive funksjoner mellom HSD vs. Ctrl-prøver. Alle statistiske sammenligninger ble utført mellom Ctrl vs. HSD grupper ved Wilcoxon-test.
4. Diskusjon
Kompleks og mangfoldig villdyrtarmmikrobiota er kjent for å være mer motstandsdyktig mot visse sykdomsmodeller [51] og kostholdsregimer, slik som høyt fettinntak [54,55]. Imidlertid har ingen tidligere studie evaluert effekten av høyt natriuminntak på murin vill-avledet tarmmikrobiota. Her undersøkte vi for første gang hvordan HSD påvirker villdyrtarmmikrobiota sammenlignet med CLM. Interessant nok viste resultatene våre at sammenlignet med CLM, er wildling-mikrobiomet mer motstandsdyktig mot HSD-forstyrrelser på både komposisjonelle og prediktive funksjonsnivåer. Det er veletablert at høyt saltinntak kan forverre risikoen for ulike sykdommer, som kardiovaskulære eller autoimmune sykdommer, ved å endre sammensetningen av tarmmikrobiom og immunhomeostase [25,29,31,34,63–65]. I tråd med tidligere rapporter ble HSD-induserte endringer i tarmmikrobiota i CLM preget av betydelige endringer i mikrobiell mangfold, sammensetning og prediktive funksjoner [28]. Helsefremmende bakterier som Peptostreptococcaceae-familien og slektene Lactobacillus, Roseburia og Tuzzerella reduserte når det gjelder relativ overflod i CLM, mens Akkermansia økte betydelig i HSD-matet grupper. Vi oppdaget også høyere relative forekomster av HSD i Defluvitaleaceae, Enterorhabdus og Parasutterella. Interessant nok er slekten Parasutterella en kjernekomponent i tarmmikrobiotaen til både CLM og mennesker, der den oppfører seg som en asaccharolytikum og produsent av succinat [66]. Både Enterorhabdus fra Eggerthellaceae-familien og Parasutterella fra Sutterellaceae-familien er kjent for å være beriket hos pasienter med IBD [67,68], noe som ytterligere indikerer hvordan HSD kan påvirke sykdomsutviklingen. Imidlertid, interessant nok, viste ikke villmusene en lignende enhet av HSD-induserte mikrobielle skift, slik som CLM. Til tross for dette økte villdyrdiversiteten betydelig på HSD for observerte OTU-er og Chao1-målinger, og bare noen få taxa var involvert i HSD-forstyrrelsen av villdyrtarmmikrobiota, blant dem en økning av Anaerovorax, kombinert med en reduksjon av Erysipelatoclostridium, Roseburia og Lachnospiraceae UCG-004 slekt. Roseburia var den eneste bakteriesignaturen som vanligvis ble delt mellom HSD-grupper sammenlignet med de tilsvarende kontrollene, til tross for at HSD-matet CLM fortsatt var preget av en høyere overflod av denne bakterien sammenlignet med HSD-matede villmus. Merk at butyratproduserende bakterier som Roseburia har vist seg å ha lavere relativ overflod hos pasienter med ulcerøs kolitt [69], og denne reduksjonen ble også observert å være korrelert med IBD genetisk risiko hos mennesker [70]. Dette er i tråd med tidligere funn, der endringer i bakterieslekter som Roseburia eller Lactobacillus ble funnet å være assosiert med risiko for hypertensjon, muligens fremmet av et vestlig kosthold [71]. Bakteriesammensetningen i tarmen er også assosiert med tarmmotilitet og fysiologi [72].
cistanche fordeler for menn styrker immunforsvaret
Slekten Anaerovorax har tidligere blitt observert hos mus med unormal tarmfysiologi og redusert motilitet [73]; Imidlertid kan berikelsen av Anaerovorax i HSD for viltlevende mus føre til en annen rolle for denne taxaen i sammenheng med tarmhomeostase og riktig funksjon. I tråd med tidligere funn, observerte vi en økning i slekten Akkermansia i HSD-gruppen til CLM [28], mens tarmmikrobiotaen til ville mus var utarmet for denne slekten, noe som også er i samsvar med tidligere studier på denne modellen [51, 53–55]. Selv om slekten Akkermansia er et potensielt probiotikum på grunn av dets positive effekt på å forbedre vertens immunologiske og metabolske profiler (f.eks. ved fedme og type 2 diabetes) [42,74–77], er rollen til denne slekten fortsatt uklar på grunn av dens negative korrelasjon med kliniske utfall i kolorektal kreft [78], Parkinsons sykdom [79,80] og multippel sklerosepasienter [81]. I samsvar med våre tidligere resultater oppnådd med MetaCyc-veier [28], viste CLM ved HSD reduserte prediktive mikrobielle funksjoner assosiert med stivelse og sukrosemetabolisme for KEGG-ortologi. Imidlertid klarte ikke de mindre endringene i tarmbakteriesammensetningen til HSD-matede villmus å indusere noen signifikante variasjoner i prediktive bakteriefunksjoner, noe som indikerer at villdyravledet tarmmikrobiota og metabolske/økologiske nettverk er mye mer stabile og kan tilpasse seg mye lettere til HSD-induserte kostholdsvariasjoner sammenlignet med CLM-tarmøkosystemer, noe som krever videre undersøkelse. Verdt å nevne er også den mulige påvirkningen fra tarmsoppsamfunnet på tarmbakterienettverket på differensielle kostholdsregimer. Tidligere studier har allerede antydet hvordan potensielle interaksjoner mellom bakterier og sopp er involvert i vertens immunsystems homeostase og sykdomsutvikling [82–85]. I denne sammenheng er CLM ytterligere begrenset av deres lavere bakterielle kompleksitet sammenlignet med ville mus, noe som kan hindre etableringen av en mangfoldig tarmmykobiota [54]. Fremtidige studier vil være i stand til å bestemme bidraget fra tarmsoppsamfunn i settinger av tarmmikrobiota og vertsimmunitet ved å bruke villdyrmodellen. Oppsummert gir vår studie data om hvordan høyt natriuminntak påvirker et naturlig, viltavledet tarmmikrobielt økosystem sammenlignet med et domestisert tarmbakteriesamfunn av CLM. Vår studie viste at HSD ikke påvirker bakteriell taxa og tarmmikrobiota hos villmus på samme måte som for en tamme tarmmikrobiota fra CLM. Denne divergensen, som tidligere nevnt for andre kostholdsregimer eller tilstander som dietter med høyt fettinnhold [54,55], indikerer at fremtidig forskning er nødvendig i naturlige murine modellsystemer for å rekapitulere og estimere virkningen av kosttiltak på mer komplekse tarmøkosystemer, som hos mennesker.
cistanche tubulosa-forbedre immunsystemet
Referanser
1. Candela, M.; Biagi, E.; Turroni, S.; Maccaferri, S.; Figini, P.; Brigidi, P. Dynamisk effektivitet av den menneskelige tarmmikrobiota. Crit. Rev. Microbiol. 2015, 41, 165–171. [CrossRef] [PubMed]
2. Candela, M.; Biagi, E.; Maccaferri, S.; Turroni, S.; Brigidi, P. Intestinal mikrobiota er en plastisk faktor som reagerer på miljøendringer. Trender Microbiol. 2012, 20, 385–391. [CrossRef] [PubMed]
3. Boets, E.; Gomand, SV; Deroover, L.; Preston, T.; Vermeulen, K.; De Preter, V.; Hamer, HM; Van den Mooter, G.; De Vuyst, L.; Courtin, CM Systemisk tilgjengelighet og metabolisme av kolon-avledede kortkjedede fettsyrer hos friske personer: En stabil isotopstudie. J. Physiol. 2017, 595, 541–555. [CrossRef] [PubMed] 4. Tan, J.; McKenzie, C.; Potamitis, M.; Thorburn, AN; Mackay, CR; Macia, L. Rollen til kortkjedede fettsyrer i helse og sykdom. Adv. Immunol. 2014, 121, 91–119. [PubMed]
5. Kumar, J.; Rani, K.; Datt, C. Molekylær kobling mellom kostfiber, tarmmikrobiota og helse. Mol. Biol. Rep. 2020, 47, 6229–6237. [CrossRef] [PubMed]
6. Bilotta, AJ; Cong, Y. Gut mikrobiota metabolittregulering av vertsforsvar ved slimhinneoverflater: Implikasjon i presisjonsmedisin. Nøyaktig. Clin. Med. 2019, 2, 110–119. [CrossRef]
7. Rooks, MG; Garrett, WS Tarmmikrobiota, metabolitter og vertsimmunitet. Nat. Rev. Immunol. 2016, 16, 341–352. [CrossRef]
8. Rodríguez, JM; Murphy, K.; Stanton, C.; Ross, RP; Kober, OI; Juge, N.; Avershina, E.; Rudi, K.; Narbad, A.; Jenmalm, MC Sammensetningen av tarmmikrobiotaen gjennom hele livet, med vekt på tidlig liv. Microb. Ecol. Helse Dis. 2015, 26, 26050. [CrossRef]
9. Arrieta, M.-C.; Stiemsma, LT; Amenyogbe, N.; Brown, EM; Finlay, B. Tarmmikrobiomet tidlig i livet: Helse og sykdom. Front. Immunol. 2014, 5, 427. [CrossRef]
10. Chung, WSF; Walker, AW; Louis, P.; Parkhill, J.; Vermeiren, J.; Bosscher, D.; Duncan, SH; Flint, HJ Modulering av den menneskelige tarmmikrobiota av kostfibre skjer på artsnivå. BMC Biol. 2016, 14, 3. [CrossRef]
11. Danneskiold-Samsøe, NB; Barros, HDdFQ; Santos, R.; Bicas, JL; Cazarin, CBB; Madsen, L.; Kristiansen, K.; Pastore, GM; Brix, S.; Júnior, MRM Samspill mellom mat og tarmmikrobiota i helse og sykdom. Mat Res. Int. 2019, 115, 23–31. [CrossRef] 12. Scott, KP; Duncan, SH; Flint, HJ Kostfiber og tarmmikrobiota. Nutr. Okse. 2008, 33, 201–211. [CrossRef]
13. Donohoe, DR; Garge, N.; Zhang, X.; Sun, W.; O'Connell, TM; Bunger, MK; Bultman, SJ Mikrobiomet og butyrat regulerer energimetabolisme og autofagi i pattedyrets tykktarm. Cell Metab. 2011, 13, 517–526. [CrossRef]
14. Gomaa, EZ Menneskelig tarmmikrobiota/mikrobiom i helse og sykdommer: En gjennomgang. Antonie Van Leeuwenhoek 2020, 113, 2019–2040. [CrossRef]
15. Requena, T.; Martínez-Cuesta, MC; Peláez, C. Diett og mikrobiota knyttet til helse og sykdom. Matfunksjon. 2018, 9, 688–704. [CrossRef] [PubMed]
16. Ericsson, AC; Franklin, CL Tarmmikrobiomet til laboratoriemus: Betraktninger og beste praksis for translasjonsforskning. Mamma. Genom 2021, 32, 239–250. [CrossRef] [PubMed]
17. Beresford-Jones, BS; Forster, SC; Stares, MD; Notley, G.; Viciani, E.; Browne, HP; Boehmler, DJ; Söderholm, AT; Kumar, N.; Vervier, K. The Mouse Gastrointestinal Bacteria Catalog muliggjør oversettelse mellom musen og menneskets tarmmikrobiotas via funksjonell kartlegging. Cell Host Microbe 2022, 30, 124–138.e8. [CrossRef]
18. Fava, F.; Rizzetto, L.; Tuohy, K. Tarmmikrobiota og helse: Koble sammen aktører på tvers av det metabolske systemet. Proc. Nutr. Soc. 2019, 78, 177–188. [CrossRef]
19. David, LA; Materna, AC; Friedman, J.; Campos-Baptista, MI; Blackburn, MC; Perrotta, A.; Erdman, SE; Alm, EJ Verts livsstil påvirker menneskelig mikrobiota på daglige tidsskalaer. Genom Biol. 2014, 15, R89. [CrossRef]
20. Tanaka, M.; Nakayama, J. Utvikling av tarmmikrobiota i spedbarnsalderen og dens innvirkning på helse senere i livet. Allergol. Int. 2017, 66, 515–522. [CrossRef]
21. David, LA; Maurice, CF; Carmody, RN; Gootenberg, DB; Knapp, JE; Wolfe, BE; Ling, AV; Devlin, AS; Varma, Y.; Fischbach, MA Diett endrer raskt og reproduserbart det menneskelige tarmmikrobiomet. Natur 2014, 505, 559–563. [CrossRef] [PubMed]
22. García-Montero, C.; Fraile-Martínez, O.; Gómez-Lahoz, AM; Pekarek, L.; Castellanos, AJ; Noguerales-Fraguas, F.; Coca, S.; Guijarro, LG; García-Honduvilla, N.; Asúnsolo, A. Ernæringskomponenter i vestlig kosthold versus middelhavskost ved samspillet mellom tarmmikrobiota og immunsystem. Implikasjoner for helse og sykdom. Næringsstoffer 2021, 13, 699. [CrossRef] [PubMed]
23. Soverini, M.; Rampelli, S.; Turroni, S.; Schnorr, SL; Quercia, S.; Castagnetti, A.; Biagi, E.; Brigidi, P.; Candela, M. Variasjoner i den menneskelige tarmmetagenomprofilen etter avvenning som et resultat av Bifidobacterium-oppkjøp i det vestlige mikrobiomet. Front. Microbiol. 2016, 7, 1058. [CrossRef] [PubMed]
24. Manzel, A.; Muller, DN; Hafler, DA; Erdman, SE; Linker, RA; Kleinewietfeld, M. Rollen til "vestlig kosthold" i inflammatoriske autoimmune sykdommer. Curr. Allergy Asthma Rep. 2014, 14, 404. [CrossRef] [PubMed]
25. Kleinewietfeld, M.; Manzel, A.; Titze, J.; Kvakan, H.; Josef, N.; Linker, RA; Muller, DN; Hafler, DA Natriumklorid driver autoimmun sykdom ved induksjon av patogene TH17-celler. Nature 2013, 496, 518–522. [CrossRef] [PubMed]
26. Haase, S.; Wilck, N.; Kleinewietfeld, M.; Müller, DN; Linker, RA Natriumklorid utløser Th17-mediert autoimmunitet. J. Neuroimmunol. 2019, 329, 9–13. [CrossRef] [PubMed]
27. Hernandez, AL; Kitz, A.; Wu, C.; Lowther, DE; Rodriguez, DM; Vudattu, N.; Deng, S.; Herold, KC; Kuchroo, VK; Kleinewietfeld, M. Sodium chloride hemmer den undertrykkende funksjonen til FOXP3+ regulatoriske T-celler. J. Clin. Undersøk. 2015, 125, 4212–4222. [CrossRef]
28. Hamad, I.; Cardilli, A.; Corte-Real, BF; Dyczko, A.; Vangronsveld, J.; Kleinewietfeld, M. Høy-salt diett induserer uttømming av melkesyreproduserende bakterier i murin tarm. Næringsstoffer 2022, 14, 1171. [CrossRef]
29. Wilck, N.; Matus, MG; Kearney, SM; Olesen, SW; Forslund, K.; Bartolomaeus, H.; Haase, S.; Mähler, A.; Balogh, A.; Markó, L. Salt-responsiv tarmkommensal modulerer TH 17-aksen og sykdom. Natur 2017, 551, 585–589. [CrossRef]
30. Wei, Y.; Lu, C.; Chen, J.; Cui, G.; Wang, L.; Yu, T.; Yang, Y.; Wu, W.; Ding, Y.; Li, L. Høy salt diett stimulerer tarm Th17 respons og forverrer TNBS-indusert kolitt hos mus. Oncotarget 2017, 8, 70. [CrossRef]
31. Han, FJ; Li, J.; MacGregor, GA Effekt av langsiktig beskjeden saltreduksjon på blodtrykket. Cochrane Database Syst. Rev. 2013, 346, f1325. [CrossRef] [PubMed]
32. Hu, L.; Zhu, S.; Peng, X.; Li, K.; Peng, W.; Zhong, Y.; Kang, C.; Cao, X.; Liu, Z.; Zhao, B. Høyt salt fremkaller hjernebetennelse og kognitiv dysfunksjon, ledsaget av vekslinger i tarmmikrobiotaen og redusert produksjon av SCFA. J. Alzheimers Dis. 2020, 77, 629–640. [CrossRef]
33. Tubbs, AL; Liu, B.; Rogers, TD; Sartor, RB; Miao, EA Diettsalt forverrer eksperimentell kolitt. J. Immunol. 2017, 199, 1051–1059. [CrossRef]
34. Muller, DN; Wilck, N.; Haase, S.; Kleinewietfeld, M.; Linker, RA Natrium i mikromiljøet regulerer immunresponser og vevshomeostase. Nat. Rev. Immunol. 2019, 19, 243–254. [CrossRef] [PubMed]
35. Burr, AH; Bhattacharjee, A.; Hand, TW Ernæringsmodulering av mikrobiomet og immunrespons. J. Immunol. 2020, 205, 1479–1487. [CrossRef] [PubMed]
36. Roca-Saavedra, P.; Mendez-Vilabrille, V.; Miranda, JM; Nebot, C.; Cardelle-Cobas, A.; Franco, CM; Cepeda, A. Mattilsetningsstoffer, forurensninger og andre mindre komponenter: Effekter på menneskelig tarmmikrobiota - En gjennomgang. J. Physiol. Biochem. 2018, 74, 69–83. [CrossRef]
37. Côrte-Real, BF; Hamad, I.; Hornero, RA; Geisberger, S.; Roels, J.; Van Zeebroeck, L.; Dyczko, A.; van Gisbergen, MW; Kurniawan, H.; Wagner, A. Natrium forstyrrer mitokondriell respirasjon og induserer dysfunksjonelle tregs. Cell Metab. 2023, 35, 299–315.e298. [CrossRef] [PubMed]
38. Zagato, E.; Pozzi, C.; Bertocchi, A.; Schioppa, T.; Saccheri, F.; Guglietta, S.; Fosso, B.; Melocchi, L.; Nizzoli, G.; Troisi, J. Endogent murint mikrobiota-medlem Faecalibaculum rodentium og dets humane homolog beskytter mot intestinal tumorvekst. Nat. Microbiol. 2020, 5, 511–524. [CrossRef] [PubMed]
39. Mao, G.; Li, S.; Orfila, C.; Shen, X.; Zhou, S.; Linhardt, RJ; Ja, X.; Chen, S. Depolymerisert RG-I-anriket pektin fra sitrussegmentmembraner modulerer tarmmikrobiota, øker SCFA-produksjonen og fremmer veksten av Bifidobacterium spp., Lactobacillus spp. og Faecalibaculum spp. Matfunksjon. 2019, 10, 7828–7843. [CrossRef]
40. Miranda, PM; De Palma, G.; Serkis, V.; Lu, J.; Louis-Auguste, MP; McCarville, JL; Verdu, EF; Collins, SM; Bercik, P. Høy salt diett forverrer kolitt hos mus ved å redusere Lactobacillus-nivåer og butyratproduksjon. Microbiome 2018, 6, 57. [CrossRef]
41. Chen, L.; Han, FJ; Dong, Y.; Huang, Y.; Wang, C.; Harshfield, GA; Zhu, H. Beskjeden natriumreduksjon øker sirkulerende kortkjedede fettsyrer hos ubehandlede hypertensive: En randomisert, dobbeltblind, placebokontrollert studie. Hypertensjon 2020, 76, 73–79. [CrossRef] [PubMed]
42. Lukovac, S.; Belzer, C.; Pellis, L.; Keijser, BJ; de Vos, WM; Montijn, RC; Roeselers, G. Differensiell modulering av Akkermansia muciniphila og Faecalibacterium prausnitzii av verts perifer lipidmetabolisme og histonacetylering i musetarmorganoider. MBio 2014, 5, e01438-14. [CrossRef] [PubMed]
43. Dao, MC; Everard, A.; Aron-Wisnewsky, J.; Sokolovska, N.; Prifti, E.; Verger, EO; Kayser, BD; Levenez, F.; Chilloux, J.; Hoyles, L. Akkermansia muciniphila og forbedret metabolsk helse under en diettintervensjon i fedme: Forhold med tarmmikrobiomrikdom og økologi. Gut 2016, 65, 426–436. [CrossRef] [PubMed]
44. Llewellyn, SR; Britton, GJ; Contijoch, EJ; Vennaro, OH; Mortha, A.; Colombel, J.-F.; Grinspan, A.; Clemente, JC; Merad, M.; Faith, JJ Interaksjoner mellom kosthold og tarmmikrobiota endrer intestinal permeabilitet og kolitt alvorlighetsgrad hos mus. Gastroenterology 2018, 154, 1037–1046.e1032. [CrossRef]
45. Berber, K.; Gerdes, LA; Cekanaviciute, E.; Jia, X.; Xiao, L.; Xia, Z.; Liu, C.; Klotz, L.; Stauffer, U.; Baranzini, SE Tarmmikrobiota fra multippel sklerosepasienter muliggjør spontan autoimmun encefalomyelitt hos mus. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2017, 114, 10719–10724. [CrossRef]
46. Sanchez, JMS; DePaula-Silva, AB; Libbey, JE; Fujinami, RS Diettens rolle i regulering av tarmmikrobiota og multippel sklerose. Clin. Immunol. 2022, 235, 108379. [CrossRef]
47. Mak, IW; Evaniew, N.; Ghert, M. Lost in translation: Dyremodeller og kliniske studier i kreftbehandling. Er. J. Transl. Res. 2014, 6, 114.
48. Payne, KJ; Crooks, GM Immuncellelinjeforpliktelse: Oversettelse fra mus til mennesker. Immunity 2007, 26, 674–677. [CrossRef]
49. Seok, J.; Warren, HS; Cuenca, AG; Mindrinos, MN; Baker, HV; Xu, W.; Richards, DR; McDonald-Smith, fastlege; Gao, H.; Hennessy, L. Genomiske responser i musemodeller etterligner dårlig menneskelige inflammatoriske sykdommer. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2013, 110, 3507–3512. [CrossRef] [PubMed]
50. Nguyen, TLA; Vieira-Silva, S.; Liston, A.; Raes, J. Hvor informativ er musen for forskning på menneskelig tarmmikrobiota? Dis. Modell. Mech. 2015, 8, 1–16. [CrossRef]
51. Rosshart, SP; Vassallo, BG; Angeletti, D.; Hutchinson, DS; Morgan, AP; Takeda, K.; Hickman, HD; McCulloch, JA; Grevling, JH; Ajami, NJ Villmustarmmikrobiota fremmer vertskondisjon og forbedrer sykdomsresistens. Cell 2017, 171, 1015–1028.e1013. [CrossRef] [PubMed]
52. Suzuki, TA; Phifer-Rixey, M.; Mack, KL; Sheehan, MJ; Lin, D.; Bi, K.; Nachman, MW Vertsgenetiske determinanter for tarmmikrobiotaen til ville mus. Mol. Ecol. 2019, 28, 3197–3207. [CrossRef] [PubMed]
53. Maurice, CF; CL Knowles, S.; Ladau, J.; Pollard, KS; Fenton, A.; Pedersen, AB; Turnbaugh, PJ Markert sesongvariasjon i tarmmikrobiotaen hos villmus. ISME J. 2015, 9, 2423–2434. [CrossRef] [PubMed]
54. Rosshart, SP; Herz, J.; Vassallo, BG; Hunter, A.; Wall, MK; Grevling, JH; McCulloch, JA; Anastasakis, DG; Sarshad, AA; Leonardi, I. Laboratoriemus født av ville mus har naturlig mikrobiota og modellerer menneskelige immunresponser. Science 2019, 365, eaaw4361. [CrossRef] [PubMed]
55. Hild, B.; Dreier, MS; Å, JH; McCulloch, JA; Grevling, JH; Guo, J.; Thefaine, CE; Umarova, R.; Hall, KD; Gavrilova, O. Neonatal eksponering for et vill-avledet mikrobiom beskytter mus mot diett-indusert fedme. Nat. Metab. 2021, 3, 1042–1057. [CrossRef] [PubMed]
56. Caporaso, JG; Lauber, CL; Walters, WA; Berg-Lyons, D.; Lozupone, CA; Turnbaugh, PJ; Fierer, N.; Knight, R. Globale mønstre av 16S rRNA-mangfold i en dybde på millioner av sekvenser per prøve. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2011, 108, 4516–4522. [CrossRef] [PubMed]
57. Bolyen, E.; Rideout, JR; Dillon, MR; Bokulich, NA; Abnet, CC; Al-Ghalith, GA; Alexander, H.; Alm, EJ; Arumugam, M.; Asnicar, F. Reproduserbar, interaktiv, skalerbar og utvidbar mikrobiomdatavitenskap ved bruk av QIIME 2. Nat. Bioteknologi. 2019, 37, 852–857. [CrossRef]
58. Callahan, BJ; McMurdie, PJ; Rosen, MJ; Han, AW; Johnson, AJA; Holmes, SP DADA2: Høyoppløselig prøveslutning fra Illumina-amplikondata. Nat. Metoder 2016, 13, 581–583. [CrossRef]
59. Lozupone, C.; Lladser, ME; Knights, D.; Stombaugh, J.; Knight, R. UniFrac: En effektiv avstandsmåling for sammenligning av mikrobielle samfunn. ISME J. 2011, 5, 169–172. [CrossRef]
60. Oksanen, J.; Simpson, G.; Blanchet, F.; Kindt, R.; Legendre, P.; Minchin, P.; O'Hara, R.; Solymos, P.; Stevens, M.; Szoecs, E.; et al. Vegansk: Samfunnsøkologipakke. Versjon 2.6-4. 11. oktober 2022. Tilgjengelig på nettet: https://CRAN.R-project.org/package= vegan (åpnet 26. november 2022).
61. Segata, N.; Izard, J.; Waldron, L.; Gevers, D.; Miropolsky, L.; Garrett, WS; Huttenhower, C. Metagenomisk biomarkørfunn og forklaring. Genom Biol. 2011, 12, R60. [CrossRef]
62. Douglas, GM; Maffei, VJ; Zaneveld, JR; Yurgel, SN; Brown, JR; Taylor, CM; Huttenhower, C.; Langille, MG PICRUST2 for prediksjon av metagenomfunksjoner. Nat. Bioteknologi. 2020, 38, 685–688. [CrossRef]
63. Neal, B.; Wu, Y.; Feng, X.; Zhang, R.; Zhang, Y.; Shi, J.; Zhang, J.; Tian, M.; Huang, L.; Li, Z. Effekt av saltsubstitusjon på kardiovaskulære hendelser og død. N. Engl. J. Med. 2021, 385, 1067–1077. [CrossRef]
64. Arroyo Hornero, R.; Hamad, I.; Côrte-Real, B.; Kleinewietfeld, M. Virkningen av kostholdskomponenter på regulatoriske T-celler og sykdom. Front. Immunol. 2020, 11, 253. [CrossRef] [PubMed]
65. Wu, GD; Chen, J.; Hoffmann, C.; Bittinger, K.; Chen, YY; Keilbaugh, SA; Bewtra, M.; Knights, D.; Walters, WA; Knight, R.; et al. Kobling av langsiktige kostholdsmønstre med tarmmikrobielle enterotyper. Vitenskap 2011, 334, 105–108. [CrossRef] [PubMed]
66. Ju, T.; Kong, JY; Stothard, P.; Willing, BP Definerer rollen til Parasutterella, et tidligere ukarakterisert medlem av kjernemikrobiotaen i tarmen. ISME J. 2019, 13, 1520–1534. [CrossRef] [PubMed]