Sinkoksid nanopartikler forbedrer dimetylnitrosamin-indusert nyretoksisitet hos rotte

Kontakt: Tina Xiang E-post:tina.xiang@wecistanche.com

Abstrakt

Dimetylnitrosamin(DMN) er et etablert kreftfremkallende stoff. Det er giftig for flere organer, nemliglever, nyre, lunger og immunsystem. Flere medikamenter har blitt brukt tidligere for å modulere toksisiteten ved bruk av eksperimentelle dyremodeller. Denne studien ble designet for å undersøke effekten av sinkoksyd-nanopartikler (ZnONPs) på nyretoksisitet forårsaket av DMN hos laboratorierotter. Siden oksidative mekanismer hovedsakelig er involvert i toksisiteten, fokuserer den foreslåtte studien på forbedring avoksidativt stresssvar fra ZnONPs, hvis noen. De nåværende resultatene viser at administrering av ZnONPs (50 mg/kg kroppsvekt/rotte) til DMN (2 ul/100 g kroppsvekt/rotte)-behandlede rotter reduserer konsentrasjonen av malonaldehyd, H, O og NO i nyrene. Imidlertid økte redusert konsentrasjon av glutation (GSH) etter ZnONP-behandling. Resultater på glutation S-transferase og glutationperoksidase favoriserte dens antioksidative effekter. Disse resultatene støttes av gjenoppretting av oksidativ DNA-skade og mindre uttalte histopatologiske endringer i nyrene. Det antas at ZnONP kan være toksisk for nyrevev; deres sterke terapeutiske/antioksidative potensial hjelper imidlertid med å forbedre DMN-indusertnyretoksisitethos rotter.

Nøkkelord:Dimetylnitrosamin. Nyre. Sinkoksid nanopartikler·Oksidativt stress. Histopatologi

Klikk her for mer informasjon om cistanche-effekter

Introduksjon

Dimetylnitrosamin (DMN) er et etablert karsinogen [2]. Det har blitt bekreftet at det foretrukne stedet for biotransformasjonen er leveren. Imidlertid kan organer, nemlignyre, og lunger, deltar også i stoffskiftet, om enn i liten grad [25]. Magee og Barnes [29] viste for første gang at en enkelt dose DMN kunne indusere nyresvulster. Påfølgende studier tilskrev DMN-indusert nyrekreft til reaktive oksygenarter (ROS) ogoksidativt stress [3, 32].

Visse studier ble gjort for å modulere DMN-toksisitet i egnede dyremodeller ved bruk av flere medikamenter og antioksidanter. Hamza et al. [20] studerte de terapeutiske effektene av -liponsyre (ALA) mot DMN-indusertnyretoksisitethos rotter. Rana og Kumar [40] rapporterte at kadmium og sinkmetallothionein begge hemmet lipidperoksidasjon (LPO) i nyrene til DMN-behandlede rotter. Det var tidligere kjent at metallisk sink spiller en viktig rolle som en transkripsjonsfaktor og antioksidantforsvar i forebygging av DMN-toksisitet. Sinkkanaler skaper en balanse mellom celleoverlevelse og celledød ved å kontrollere frie og intracellulære sinkbevegelser [8]. Derfor ble sink tidligere ansett som et egnet middel for å forhindre toksisitet av flere fremmedlegemer, dvs. karbontetraklorid |41, etylalkohol [62] og diklordifenyltrikloretan [12].

Nylige fremskritt innen nanomedisin har brukt nanopartikler i behandling og diagnostisering av flere sykdommer. I denne sammenhengen syntetiseres flere nanopartikler og testes for deres toksisitet [22]. Sinkoksidnanopartikler (ZnONPs) har blitt ansett som potente terapeutiske midler på grunn av deres biotilgjengelighet, biokompatibilitet og høye løselighet. De har kapasitet til å regulere cellesyklus og cellulær homeostase [56]. Food and Drug Administration (FDA) har også godkjent sinkoksyd-nanopartikler for kreftbehandling[47. Det kan forårsake selektiv toksisitet mot kreftceller ved ubalanse i sinkavhengig proteinaktivitet (Vinderall og Mitjans, 2015). Rasmussen et al. [44] antok at ZnONP-er kan drepe kreftceller gjennom induksjon avoksidativt stress. Dermed har ZnONP-er dukket opp som nano-teranostiske plattformer mot flere sykdommer, spesielt de som er forårsaket av oksidativt stress. Ikke desto mindre har flere laboratorier publisert rapporter som viser deres toksisitet i spesifikke organer og cellelinjer [11,26].

Derfor ser det ut til å være tilstrekkelig grunn til å undersøke ytterligere de antioksidative effektene av ZnONPs manifestert i det passende eksperimentelle oppsettet. Med dette perspektivet ble det nylig gjort en studie på den beskyttende effekten av ZnONP mot DMN-indusert levertoksisitet hos Wistar-hannrotter i vårt laboratorium |43]. For å utvide denne studien ble det forsøkt å vurdere den beskyttende effekten av ZnONPs, hvis noen, på DMN-indusert nyretoksisitet hos rotter. Videre er nyretoksisitet av ZnONPs også blitt studert samtidig.

Materialer og metoder

Kjemikalier og reagenser

Sinkoksid nanopartikler ble anskaffet fra Sigma Chemical Co. Missouri (USA). Ifølge produsenten inneholdt nanopartikler omtrent 80 prosent sinkbasis, 100 prosent renhet og<100 nm="" size="" with="" a="" surface="" area="" of="" 15-25="">

Dimetylnitrosamin, tiobarbitursyre, 5'-5'-ditiobis-2-nitrobenzosyre,1-klor-2,4-dinitrobenzen, glutationreduktase, glutation og N- (1-naftyl)etylendiamin-dihydroklorid (NEDA) ble også kjøpt fra Sigma Chemical Co. (USA). Alle andre reagenser av høyeste renhet ble oppnådd fra High Media (Mumbai).

Karakterisering av sinkoksidnanopartikler

ZnONP-er ble karakterisert ved å bruke et batteri av metoder som beskrevet tidligere [43]. Kort fortalt ble størrelsen og formen til ZnONP-er observert gjennom et transmisjonselektronmikroskop ved Sophisticated Analytical Instrument Centre, Punjab University, Chandigarh (India). Skanneelektronmikroskopiske observasjoner og energidispersiv røntgenanalyse (EDAX) ble gjort ved Institutt for fysikk, Choudhary Charan Singh University, Meerut (India). Analyser av størrelse, distribusjon og zeta-potensial og XRD-analyse av ZnONP-er ble utført ved Indian Institute of Technology, Roorkee (India).

Vedlikehold av dyr og eksperimentell protokoll

Forhåndsgodkjenning fra den institusjonelle dyreetiske komiteen ble søkt for å foreta nåværende undersøkelser. Eksperimenter ble utført på Wistar hannrotter (150±25 g), anskaffet fra dyreanlegget i Jamia Hamdard, Delhi. Rotter ble holdt under standard laboratorieforhold (romtemperatur, 25±5 grader; relativ fuktighet, 50 pluss 10 prosent; og en 12- timers mørke/lys-syklus). Hver rotte ble plassert individuelt i et polypropylenbur og tilbød kommersiell mat (Golden Feeds, Delhi) og vann fra springen ad libitum.

Etter akklimatisering til laboratorieforhold i 2 uker, ble rottene tilfeldig delt inn i fire grupper, hver med fem rotter. Rotter fra gruppe A ble injisert DMN (2μL/100 g kroppsvekt) i saltvann intraperitonealt (ip) hver annen dag i 15 dager som beskrevet tidligere [43]. Rotter fra gruppe B ble behandlet som rottene i gruppe A og deretter administrert en forhåndsbestemt NOEL av ZnONPs (50 mg/kg) på hver alternativ dag i 30 dager. Rotter fra gruppe C ble kun behandlet med ZnONPs fra og med rottene i gruppe B. Rotter fra gruppe D ble injisert (ip) saltvann (2 ul/100 g kroppsvekt) kun på hver annen dag i 45 dager og behandlet som kontroller.

Etter 45 dager ble rottene sultet over natten, og urinprøvene deres ble samlet neste morgen gjennom metabolske bur. Deretter ble rotter ofret ved lett eterbedøvelse. Denyrerble forsiktig fjernet og behandlet for estimering av reaktive arter, nemlig malondialdehyd, nitrogenoksid og hydrogenperoksid. Oksidativt stress ble bestemt gjennom standardparametere. nemlig redusert glutation(GSH), glutation S-transferase og glutationperoksidase som beskrevet nedenfor.

Kreatinin

Kreatinin i urinprøvene ble bestemt etter metoden til Toro og Acker-man (1975), ved bruk av et kommersielt sett anskaffet fra M/S Span Diagnostics, Surat (Gujarat, India)

Oksidativt stress

Malondialdehyd (MDA)

MDA i nyrevevet ble bestemt ved bruk av tiobarbitursyre etter metoden til Jordan og Schenkman, [24]. Absorbansen ble registrert ved 532 nm ved bruk av et spektrofotometer (Systronics, India).1,1,3,3-Tetrametoksypropan (Sigma) ble brukt som standard. Protein ble bestemt etter metoden til Lowry et al. [27]. Bovint serumalbumin (Sigma) ble brukt som standard.

Hydrogenperoksid (H202)

Homogenater av nyrene ble fremstilt i 0.25 M sukrose. H2O2 ble målt ved å bruke ferritiocyanatmetoden som beskrevet av Thurman et al. [52]. Absorbansen ble registrert ved 480 nm ved bruk av et spektrofotometer (Sytronics, India).

Nitrogenoksid (NO)

NO i nyreprøvene ble estimert gjennom Griess-reagens etter metoden foreslått av Cortas og Wakid [6]. Absorbansen ble registrert ved 550 nm ved bruk av et spektrofotometer (Systronics, India).

GSH/ikke-proteinsulfhydryler (NPSH)

Ellmans reagens ble brukt for å bestemme redusert glutation i nyreprøver [10]. Absorbansen ble registrert ved 412 nm ved bruk av et spektrofotometer (Sytronics, India).

Glutation S-transferase

Glutation S-transferase ble analysert ved bruk av 1-klor-2,4-dinitrobenzen (CDNB) som ble konjugert med glutation. Absorbansen ble registrert ved 340 nm [19].

Glutation peroxidase

Enzymet ble analysert etter metoden til Paglia og Valentine [37]. Glutationdisulfid (GSSG) produsert som et resultat av glutationperoksidase reduseres med et overskudd av glutationreduktase. Konvertering av GSSG til GSH ble overvåket ved 340 nm ved bruk av et spektrofotometer (Systronics, India).

Metallothionein

Metallothionein i nyreprøver ble analysert etter kadmiummetningsmetoden [36], ved bruk av atomabsorpsjonsspektrofotometer (EC, Hyderabad, India).

8-Hydroxy-2'-Deoxyguanosin (8-OHdG)

Urinprøven fra hver rotte ble samlet i et sterilisert hetteglass gjennom et metabolsk bur. Disse prøvene ble lagret i-80 grad inntil videre analyser. Den konkurrerende ELISA-teknikken ble brukt for å estimere 8-OHdG ved å bruke et kommersielt sett anskaffet fra Bioassay Technology Laboratory (Kina). Absorbansen ble registrert ved 450 nm ved bruk av en mikroplateleser (EC, Hyderabad, India).

Histopatologi

Små biter av nyre ble fiksert i 10 prosent nøytral formaldehyd, dehydrert, renset og innebygd i parafinvoks. Fem-μm tykke seksjoner ble farget med hematoxylin og eosin og undersøkt under et forskningsmikroskop (Nikon, Japan).

Statistisk analyse

Studentens t-test ble brukt for å gjøre sammenligninger mellom grupper mellom ulike grupper. Forskjeller mellom grupper med ap-verdi<0.05 were="" considered="" significant.="" spss="" software="" version="" 2.0="" was="" used="" for="" inter-group="">

Resultater

Karakterisering av ZnONPs

Formen, størrelsen, strukturen og den elektriske sammensetningen til ZnONP-er ble bestemt ved å bruke standardmetoder. Resultatene viser at den gjennomsnittlige diameteren til ZnONPs var<100 nm="" (fig.1a).="" sem="" observations="" showed="" agglomeration="" of="" nps="" (fig.1b).="" the="" electrical="" components="" of="" the="" znonps="" were="" determined="" through="" edax.="" the="" xrd="" pattern="" of="" znonps="" showed="" a="" hexagonal="" structure="" when="" compared="" with="" the="" standard="" data="" (jspds,="" 00-001-1136)="" published="" elsewhere="" [43].="" the="" zeta="" potential="" of="" the="" nanoparticles="" was="" recorded="" to="" be="" 18.9mv(fig.2).="" the="" intensity-weighed="" particle="" size="" distribution="" of="" znonps="" has="" been="" shown="" in="">

Nyrefunksjon

En høyere konsentrasjon av urinkreatinin viste nedsatt nyrefunksjon hos DMN-behandlede rotter. Etterfølgende behandling av DMN-behandlede rotter med ZnONPs reduserte kreatininverdiene. Rotter behandlet med ZnONPs alene viste også høyere verdier for kreatinin enn kontrollrotter (tabell 1).

MDA, H2O2 og NO

Malondialdehyd (MDA), er produktet av LPO. økt i nyrene til DMN-behandlede rotter. Administrering av ZnONPs til DMN-behandlede rotter reduserer konsentrasjonen i nyrevev. Imidlertid var MDA-konsentrasjonen høyere i nyrene til ZnONP-behandlede rotter enn kontrollrottene (tabell 1).

Høyere verdier for NO i nyrevevet til DMN-behandlede rotter støttet resultatene på malondialdehyd. ZnONP-terapi tilbudt til DMN-behandlede rotter reduserte NO-konsentrasjonen i nyrene. En sammenligning av NO-verdier oppnådd i nyrene til ZnONP-er og kontrollrotter viste høyere verdier selv om de var ubetydelige i nyrene til ZnONP-behandlede rotter (tabell 1).

Resultater på hydrogenperoksid viste også høyere verdier i nyrene til DMN-behandlede rotter. Gjennomsnittlige verdier av H, O, i nyrene til DMN-pluss ZnONP-behandlede rotter var lavere enn DMN-behandlede rotter (tabell 1). Til sammen antyder alle disse resultatene en antiperoksidativ og anti-nitrosativ rolle til ZnONPs.

GSH

I nyrene til DMN-behandlede rotter ble det observert en signifikant nedgang i GSH-verdier. Statusen ble forbedret etter administrering av ZnONPs til DMN-behandlede rotter. Disse observasjonene viser at ZnONPs tilbyr antioksidativ beskyttelse mot DMN-indusert nyretoksisitet. Behandling av rotter med ZnONP forbedret nyrekonsentrasjonen av GSH (tabell 1).

Glutation S-transferase og glutationperoksidase

Resultater på GSH ble støttet av observasjonene på glutation S-transferase. Enzymaktiviteten ble redusert i nyrene til DMN-behandlede rotter, tilskudd av ZnONPs til DMN-behandlede rotter gjenopprettet aktiviteten nær kontrollverdiene (tabell 1). Glutationperoksidaseaktiviteten ble også redusert i nyrene til DMN-behandlede rotter. Imidlertid økte det i nyrene til DMN- og ZnONP-behandlede rotter (tabell 1).

8-OHdG

De nåværende resultatene på 8-OHdG viste større oksidativ DNA-skade i nyrene til DMN-behandlede rotter. ZnONP-tilskudd til DMN-behandlede rotter hemmet denne skaden betydelig til en viss grad. Imidlertid kan behandling med ZnONPs alene også indusere DNA-skade i nyrene til rotter (fig.4).

Metallothionein

Resultater på renal metallothionein (MT) konsentrasjon antydet at induksjon av MT reduserte i nyrene til DMN-behandlede rotter. Imidlertid ble en 16 prosent økning i MT registrert i nyrene til DMN- og ZnONP-behandlede rotter. ZnONPs alene ble også funnet å være en potent induser av MT i rottenyrer (tabell 1).

Histopatologi

I tillegg til glomerulonefritt og proksimal tubulær nekrose, ble adenokarsinom i den subkapsulære cortex registrert i nyrene til DMN-behandlede rotter. Epiteldegenerasjon var iøynefallende i proksimale så vel som distale tubuli, kjerner av forskjellige former og størrelser ble lagt merke til i hele cortex og medulla (fig. 5A, B, C).

De histopatologiske observasjonene i nyrene til DMN- og ZnONP-behandlede rotter indikerte mindre alvorlig glomerulonefritt og redusert tubulær nekrose. Adenokarsinom manglet. Imidlertid ble neoplastisk vevsdannelse sett på noen få steder i den proksimale cortex. Det tubulære epitelet ble funnet å være intakt. Kjernefysiske endringer var ubetydelige (fig. 5D, 6A).

Histopatologiske observasjoner i nyrene til ZnONP-behandlede rotter viste ingen nefritt. Proksimale og distale tubuli var godt utformet og viste ingen tegn til epiteldegenerasjon. Børstekanten ble funnet å være intakt. Økt mitotisk aktivitet ble imidlertid lagt merke til i den distale cortex. (Fig. 6B, C).

Alle patologiske forandringer beskrevet ovenfor manglet i nyrene til kontrollrotter. Den renale tubulære cortex og medulla viste ingen tegn til skade. De normale kjernene i cortex, samt medulla, ble observert (fig. 6D).

Denne studien viser at DMN er like skadelig fornyresom det er tilleverog lunger. Mekanismen for dens toksisitet har blitt diskutert av noen få arbeidere tidligere. Det er etablert nådimetylnitrosaminog andre nitrosoforbindelser metaboliseres fortrinnsvis i leveren; imidlertid deltar nyrene i deres biologiske nedbrytning. DMN metaboliseres av CYP2E1 som hydroksylerer en metylgruppe. Det resulterende hydroksymetylnitrosaminet er ustabilt og spaltes til formaldehyd som metylerer DNA og protein eller reagerer med vann for å danne metanol [13]. Dannelsen av reaktive oksygenarter (ROS) som hydrogenperoksid (H2O2) og hydroksylradikaler (OH) bidrar tiloksidativt stresssom kan være en av nøkkelfaktorene i induksjon av patologiske endringer, karsinogenitet, neoplastiske endringer og tumordannelse ikke bare i leveren, men også nyrene og lungene ([57].

Gjenoppretting av nyrefunksjonen er fortsatt et utfordrende problem ved toksisk nyreskade. Siden ZnONPs ble funnet å være beskyttende mot DMN-indusert leverskade hos rotter [43], ble en lignende studie på nyrer ansett som avgjørende for å bevise det terapeutiske potensialet til ZnONPs. Den aller første indikasjonen på en gunstig effekt av ZnONPs mot DMN-toksisitet ble vist ved observasjoner på kreatinin. Det var forhøyet i urinprøvene fra DMN-behandlede rotter, men redusert i DMN- og ZnONP-behandlede rotter. ZnONP-behandling alene økte også kreatininkonsentrasjonen. Forhøyet urin-/serumkreatinin er en pålitelig biomarkør for nyrefunksjon [4]. Det er assosiert med unormal glomerulær funksjon [5]. Ali Noori et al. [35] rapporterte også at behandling av Balb/c-mus med ZnONPs(50-300 mg/kg) økte serumkreatininkonsentrasjonen. De korrelerte det med glomerulær og tubulær degenerasjon. Også under denne studien. vi fant en sammenheng mellom kreatininkonsentrasjon og nyremorfologiske endringer. Forbedret renal glomerulær og tubulær morfologi hos DMN- og ZnONP-behandlede rotter samsvarte med en nedgang i urinkreatininkonsentrasjon. Imidlertid viste ZnONP-er ved nåværende konsentrasjon og doseregime moderatnyretoksisitet.

Flere studier har vist at metabolismen av DMN genererer ROS ileverav forsøksdyr som fører tiloksidativt stress[18].). Imidlertid har svært få arbeidere vist at ROS også er ansvarlig for nyretoksisiteten [54]. De nåværende resultatene bekrefter at DMN kan indusere LPO inyreogså. Påfølgende behandling med ZnONPs hemmet generasjonen av ROS. Dawei et al. [7] postulerte at sinkoksid-nanopartikler har evnen til å redusere malondialdehyd og øke aktiviteten til antioksidantenzymer. I motsetning økte malondialdehyd også i nyrene til ZnONP-behandlede rotter. Andre eksperimenter utført på toksisiteten til ZnONPs har også avslørt at det økte MDA-konsentrasjonen i sebrafisk [63] og menneskelig lever [46].

Nitrogenoksider, inyreav DMN-behandlede rotter, viste også forhøyede verdier. Det avtok i nyrene til DMN- og ZnONP-behandlede rotter. Tidligere studier viser at nitrogenoksiddonorer som NaNO delvis forhindret kronisk hepatitt indusert av dimetylnitrosamin [28]. ZnONP-er kan ha påvirket DMN-indusert nyretoksisitet ved å modulere NO-syntase. Nitrogenoksidsyntasehemmere som No-nitro-L-arginin (L-NNA) kan dempe de beskyttende effektene over DMN-toksisitet uttrykt av nitrogenoksiddonorer [14]. H, O, er et viktig metabolsk produkt av DMN [38]. Det ble registrert forhøyede verdier for H, O, i nyrene til DMN-behandlede rotter. Imidlertid ble det registrert en nedgang hos DMN- og ZnONP-behandlede rotter. Denne observasjonen antyder at ZnONP-er påvirker metabolismen av DMN. Denne påvirkningen kan være på nivå med CYP2E1. Det er imidlertid behov for ytterligere studier for å bekrefte denne antagelsen.

Betydelig økning i nyrekonsentrasjonen av MDA, H, O og NO gjengjeldte med betydelig depresjon av GSH i nyrene til DMN-behandlede rotter. Etterfølgende administrering av ZnONPs til DMN-behandlede rotter gjenopprettet GSH-status i nyrene. ZnONP-behandling til normale rotter økte også GSH-nivåer. GSH, en ikke-enzymatisk antioksidant, er kjent for å motvirke de skadelige effektene av ROS [42]. ZnONP-er uttrykker antioksidanteffekter som kan tilskrives deres antiinflammatoriske potensial mediert av nedregulering av induserbar nitrogenoksidsyntase(iNOS), cyklooksygenase-2.og forskjellige cytokiner [34]. Andre arbeidere tilskriver de gunstige effektene av ZnONPs til metallothionein [23,33]. I en tidligere studie viste Rana og Kumar [40] at metallothionein beskytter mot DMN-toksisitet. I følge Durham og Palmiter [9] ser det ut til å være en sterk mulighet for at sink ved frigjøring virker som en kompenserende budbringer for oksidativt stress, og stimulerer en faktor i forsterkerregionen til MT-genet. Forbedret transkripsjon av disse genene kan forklare de forhøyede nivåene av Zn-MT i oksidant-stressede celler. Gener for MT og GSH bestemmer beskyttelsen av MT-induktorer [16].

De nåværende resultatene viser at DMN hemmer MT i nyrene sammenlignet med konsentrasjonen i normale rottenyrer. MT-konsentrasjon økte i nyrene til DMN- og ZnONP-behandlede rotter. Administrering av ZnONP alene økte signifikant MT-konsentrasjonen i nyrevev. Disse resultatene tyder på at ZnONP-er også er sterke induktorer av MT. Tidligere rapporter viser at sink er den potensielle induseren av MT[30]. MT utveksler sink relativt raskt i intramolekylære og intermolekylære reaksjoner med andre sink/svovelklynger til tross for relativt høy termodynamisk stabilitet [31].

DMN er kjent for å påvirke glutation S-transferase (GST) aktivitet i leveren [1,49]. Imidlertid er dens effekter på nyre glutation S-transferaser ikke kjent. De nåværende undersøkelsene viste at DMN økte uttrykket og stimulerte aktiviteten til GST i nyrene. Aniya og Anders [1] rapporterte at DMN-administrasjon reduserte hepatisk GST, men økte den i serum. Denne økningen er ledsaget av en økning i serum GPT(SGPT)-aktivitet og serumbilirubinkonsentrasjoner. En tidligere studie fra vårt laboratorium har også bekreftet økningen av serumtransaminaser hos DMN-behandlede rotter [43]. Behandling av rotter med ZnONP til normale rotter økte GST-aktiviteten i nyrene, men reduserte den i nyrene til DMN- og ZnONP-behandlede rotter. Imidlertid ble ingen økning i renal GSH-konsentrasjon registrert. GST og GSH spiller en viktig rolle i avgiftning av mutagener og kreftfremkallende stoffer [48]. Videre kan GST redusere den kovalente bindingen av epoksider av kreftfremkallende stoffer som DMN [17].

Mange arbeidere er enige om at den beskyttende effekten av ZnONPs mot kjemisk indusert skade i lever/nyre manifesteres gjennom dets antioksidative potensial og forebygging av ROS-mediert mutagenisitet og kreftfremkallende effekt [51]. DMN-behandling til rotter påvirker en rekke antioksidantenzymer, nemlig superoksiddismutase, katalase og glutationperoksidase. Etterbehandling av ZnONPs til DMN-behandlede rotter økte glutationperoksidaseaktivitet sammenlignet med kontrollrotter, noe som indikerer dens forbedrede kapasitet til å rense H, O. og lipidhydroperoksider [63]. Morfologisk forbedring i nyrene til DMN-behandlede rotter, manifestert av ZnONPs, støttet observasjonene ovenfor. Magee og Barnes [29] bekreftet at DMN kunne indusere nyresvulster hos rotter. Hard og Butler [21] studerte morfogenesen til epiteliale neoplasmer indusert i rottenyrer av DMN. Rio-pelle og Jasmine (1969) klassifiserte videre nyresvulster indusert av DMN, de kalte dem dysplastiske epiteløyer. Imidlertid opphevet påfølgende administrering av ZnONP-er disse svulstene og undertrykte andre morfologiske lesjoner. Forbedring av antioksidative enzymer kan ha bidratt til morfologisk reparasjon i nyrene.

De fleste av observasjonene diskutert ovenfor favoriserer det beskyttende/antioksidative/antikarsinogene potensialet til ZnONPs. Denne rapporten beskriver toksisiteten til ZnONPs. En av de kritiske egenskapene til ZnONPs er deres selektive toksisitet mot kreftceller sammenlignet med normale celler [39]. ZnONPs uttrykker cytotoksisitet på grunn av deres spesifikke sammensetning og overflateegenskaper. ZnONP-er er kjemisk mer aktive, fører til spontan dannelse av ROS på overflaten og forårsakeroksidativt stress[60]. Dannelsen av ROS bidrar til cellulær toksisitet og frigjøring av Zn pluss-ioner fra ZnONP-ene på grunn av deres ustabilitet i det sure rommet til lysosomer. Yu et al. [61] og Fukui et al. [15] konkluderte også med at ZnONP-toksisitet oppstår fra Zn² pluss ioner frigjort fra ZnONP-er in vitro og in vivo. Wiseman et al. (2006,2007 avslørte at overskudd av fri Zn2 pluss (oppløst fra ZnONPs) resulterte i utarming av sulfhydrylgrupper i metallothionein og reduksjon av mitokondriell funksjon som førte til apoptotisk eller nekrotisk celledød. Det kan konkluderes med at ZnONP-toksisitet kan manifesteres gjennom flere mekanismer , nemlig oksidativt stress, hemming av antioksidative enzymer, mitokondriell dysfunksjon og apoptose. Interessant nok er typen cellesystem behandlet med ZnONPs, styrken av oksidativt stress og det eksisterende intercellulære/intracellulære miljøet viktige faktorer som vil bestemme ZnONPs. toksisitet.

Konklusjon

Som konklusjon antyder denne studien at ZnONP-er har den potensielle terapeutiske effekten for å rense ROS, indusere GSH- og GSH-avhengige enzymer, stimulere metallothioneinsyntese og redusere oksidativ DNA-skade. Disse mekanismene som er avhengige av hverandre, skaper et beskyttende miljø mot DMN-indusert nyrecelletoksisitet. Likevel ble ZnONP-er funnet å være moderat giftige fornyrer. Doseregime må betraktes som en viktig faktor i dens beskyttende effekt.

Forkortelser

DMN: Dimetylnitrosamin

ZnONPs: Sinkoksid nanopartikler

NEDA: N-(1-naftyl)etylendiamin-dihydroklorid

IP: Intraperitonealt

Zn-MT: Sinkmetallothionein

H2O2: Hydrogenperoksid

NEI: Nitrogenoksid

MDA: Malondialdehyd

GSH: Redusert glutation

ROS: Reaktive oksygenarter

CDNB: 1-Klor-2,4-dinitrobenzen

8-OHdG: 8-Hydroksy-2'-deoksyguanosin

AD: Adenokarsinom

CO: Cortex

ND: Kjernefysisk degenerasjon

BR: Børstekant

ED: Epitelskade/degenerasjon

GL: Glomerulus

MA: Mitotisk aktivitet

NPL: Neoplasma

NPR: Atomspredning

BC: Binukleerte celler

EP: Epitelfôr

PCT: Proksimal kronglete tubuli

GL: Glomeruli

TEM: Transmisjonselektronmikroskop

SEM: Skanneelektronmikroskop

XRD: Røntgendiffraksjon

JSPDS: Felleskomiteen for pulverdiffraksjonsstandarder

EDAX: Energispredende røntgen

Referanser

1. Aniya, Y., & Anders, MW (1985). Endring av hepatiske glutation S-transferaser og frigjort til serum etter behandling med brombenzen, karbontetraklorid eller N-nitrosodimetylamin. Biochemical Pharmacology, 34, 4239–4244.2. ATSDR, (1989). Toksikologiske profiler for N-nitrosometylamin. Byrået for giftige stoffer og sykdomsregister. Atlanta, GA: US Department of Health and Human Services, Public Health Service. CAS: 62–75 (9).
3. Bansal, AK, Bansal, M., Soni, G., & Bhatnagar, D. (2005). Modulering av N-nitrosodietylamin (NDEA) induserte oksidativt stress av vitamin E i rotteerytrocytter. Human and Experimental Toxicology, 24, 297–302.
4. Bennett, WM (1996). Mekanismer for akutt og kronisk nefrotoksisitet fra immunsuppressive legemidler. Nyresvikt, 18, 453–460.
5. Bishop, LM, Fody, PE & Schoe, HL (2005). Klinisk kjemi. Prinsipper, prosedyrer, korrelasjoner. 5. utg. Lippincott Williams & Wilkins, Philadelphia, s. 730. ISBN 0781746116.
6. Cortas, NK, & Wakid, NW (1990). Bestemmelse av uorganisk nitrat i serum- og urinprøver ved en kinetisk kadmiumreduksjonsmetode. Clinical Chemistry, 36, 1440–1443.
7. Dawei, AI, Zhisheng, W., & Angu, Z. (2009). Beskyttende effekter av nano-ZnO på tarmepitelceller i primærkulturmusene in vitro mot oksidativ skade. International Journal of Nanotechnology, 3, 1–6.
8. Dhawan, DK, & Chadha, VD (2010). Sink: Et lovende middel i kosttilskudd kjemoprevensjon av kreft. Indian Journal of Medical Research, 132, 676–682.
9. Durnam, DM, & Palmiter, RD (1981). Transkripsjonell regulering av metallothionein-I-genet av tungmetaller. Journal of Biological Chemistry, 256, 5712–5716.
10. Ellman, GL (1959). Vevssulfhydrylgrupper. Archives of Biochemistry and Biophysics, 82, 70–77.
11. Fazilati, M. (2013). Undersøkelse av toksisitetsegenskaper til sinkoksyd-nanopartikler på leverenzymer hos hannrotte. European Journal of Experimental Biology, 3, 97–103.
12. Feaster, JP, Van Middelem, CH, & Davis, GK (1972). Sink-DDT-sammenheng i vekst og reproduksjon hos rotter. Journal of Nutrition, 102, 523–528.
13. Frei, E., Kuchenmeister, F., Gliniorz, R., Breuer, A., & Schmezer, P. (2001). N-nitrosodimetylamin aktiveres i mikrosomer fra hepatocytter til reaktive metabolitter som skader DNA fra ikke-parenkymale celler i rottelever. Toxicology Letters, 123, 227–234.
14. Fukawa, A., Kabayashi, O., Yamaguchi, M., Uchida, M., & Hosono, A. (2017). Bovint melkeavledet -laktalbumin forhindrer leverfibrose indusert av dimetylnitrosamin via nitrogenoksidvei hos rotter. Biovitenskap, bioteknologi og biokjemi, 81, 1941–1947.
15. Fukui, H., Horie, M., Endoh, S., Kato, H., Fujita, K., Nishio, K., Komaba, LK, Maru, J., Miyauhi, A., Nakamura, A. , Kinugasa, S., Yoshida, Y., Hagihara, Y., & Iwahashi, H. (2012). Forening av sinkionfrigjøring og oksidativt stress indusert av intratrakeal instillasjon av ZnO nanopartikler til rottelunge. Chemico Biological Interactions, 198, 29–37.

16. Garg, Q., & Hart, BA (1997). Effekt av tioler på det kadmiuminduserte uttrykket på metallothionein og andre oksidant stressgener i rottelungeepitelceller. Toxicology, 119, 179–191.
17. Gopalan, P., Jensen, DE, & Lotlikar, PD (1992). Glutationkonjugering av mikrosommediert og syntetisk aflatoksin B1–8, 9-oksid ved rensede glutation S-transferaser fra rotter. Kreftbrev, 64, 225–233.
18. Guengerich, FP, Johnson, WW, Ueng, YF, Yamazaki, H., & Shimada, T. (1996). Involvering av cytokrom P450, glutation S-transferase og epoksidhydrolase i metabolismen av aflatoksin B1 og relevans for risikoen for leverkreft hos mennesker. Environmental Health Perspectives, 104, 557–562.
19. Habig, WH, Pabst, MJ, & Jakoby, WB (1974). Glutation S-transferaser. Det første enzymatiske trinnet i dannelsen av merkaptursyre. Journal of Biological Chemistry, 249, 7130–7139.
20. Hamza, RZ, Ismail, HA, & El-Shenawy, NS (2017). Oksidativt stress, histopatologiske og elektronmikroskopiske endringer indusert av dimetylnitrosamin hos nyrehannmus, og den beskyttende effekten av -liponsyre. Journal of Basic & Clinical Physiology & Pharmacology, 28, 149–158.
21. Hard, GC, & Butler, WH (1971). Morfogenese av epiteliale neoplasmer indusert i rottenyren av dimetylnitrosamin. Kreftforskning, 31, 1496–1505.
22. Hulla, JE, Sahu, SC, & Hayes, AW (2015). Nanoteknologi: Historie og fremtid. Human and Experimental Toxicology, 24, 1318–1321.
23. Jing, L., Li, L., Zhao, J., Zhao, J., Sun, Z., & Perg, S. (2015). Sink-indusert metallothionein-overekspresjon forhindrer doksorubicin-toksisitet i kardiomyocytter ved å regulere peroksiredoksinene. Xenobiotica, 1, 1–11.
24. Jordan, RA, & Schenkman, JB (1982). Forholdet mellom malondialdehydproduksjon og arakidonatforbruk under NADPH-støttet mikrosomal lipidperoksidasjon. Biokjemisk farmakologi, 31, 1393–1400.
25. Knecht, M. (1966). Om lokalisering av mikrosomal N-demetylase i organene til rotten. Naturessenschaften, 53, 85.
26. Li, CH, Shen, CC, Cheng, YW, et al. (2012). Organbiodistribusjon, clearance og genotoksisitet av oralt administrerte sinkoksyd-nanopartikler i mus. Nanotoxicology, 6, 746–756.
27. Lowry, OH, Rosenbrough, NJ, Forr, AL, & Randall, RJ (1951). Proteinmåling med Follin fenolreagens. Journal of Biological Chemistry, 193, 265–275.
28. Lukivskaya, O., Lis, R., Zwierz, K., & Buko, V. (2004). Effekt av nitrogenoksiddonor og nitrogenoksidsyntasehemmer på leveren til rotter med kronisk hepatitt indusert av dimetylnitrosamin. Polish Journal of Pharmacology, 56, 599–604.
29. Magee, PN, & Barnes, JM (1962). Induksjon av nyresvulster hos rotte med dimetylnitrosamin (n-nitrosodimetylamin). Journal of Pathology and Bacteriology, 84, 19–31.
30. Maret, W. (2000). Funksjonen til sinkmetallothionein: En kobling mellom cellulær sink og redokstilstand. Journal of Nutrition, 130, 1455–1458.
31. Maret, W., Larsen, KS, & Vallee, BL (1997). Koordinasjonsdynamikk av biologiske sink-"klynger" i metallothioneiner og i det DNA-bindende domenet til transkripsjonsfaktoren Gal4. Proceedings of National Academy of Sciences USA, 94, 2233–2237.
32. Mittal, G., Brar, AP, & Soni, G. (2006). Effekten av hyperkolesterolemi på toksisiteten til N-nitrosodietylamin: biokjemiske og histopatologiske effekter. Farmakologiske rapporter, 58, 413–419.
33. Mo, R., Jiang, T., & Gu, Z. (2014). Nylig fremgang i multilegemiddellevering til kreftceller av liposomer. Nanomedisin, 9, 1117–1120.
34. Nagajyothi, PC, Chan, SJ, Yang, IJ, Sreekanth, TV, Kim, KJ, & Shin, HM (2015). Antioksidant og anti-inflammatorisk aktivitet av sinkoksid nanopartikler syntetisert ved hjelp av Polygala tenuifolia rotekstrakt. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology, 146, 10–17.
35. Noori, A., Karimi, F., Fatahian, S., & Yazdani, F. (2014). Effekt av sinkoksyd-nanopartikler på nyrefunksjon hos mus. International Journal of Biosciences, 5, 140–146.
36. Onosaka, S., Tanaka, K., Doi, M., & Okahara, KA (1978). Forenklet prosedyre for bestemmelse av metallothionein i dyrevev. Eisei Kagaku, 24, 128–133.
37. Paglia, DP, & Valentine, VM (1967). Studier på kvantitativ og kvalitativ karakterisering av erytrocyttglutationperoksidase. Journal of Laboratory and Clinical Medicine, 70, 158–169.
38. Pradeep, K., Mohan, CV, Gopichand, K., & Karthikeyan, S. (2007). Effekt av Cassia fistel Linn. Bladekstrakt på dietylnitrosamin induserte leverskade hos rotter. Kjemi og biologi, 167, 12–13.
39. Premanathan, M., Karthikeyan, K., Jeyasubramanian, K., & Manivannan, G. (2011). Den selektive toksisiteten til ZnO nanopartikler mot Gram-positive bakterier og kreftceller ved apoptose gjennom lipidperoksidasjon. Nanomedisin, 7, 184–192.
40. Rana, SVS, & Kumar, A. (2000). Metallothionein indusert av kadmium eller sink hemmer lipidperoksidasjon hos rotter utsatt for dimetylnitrosamin. Archives of Industrial Hygiene and Toxicology, 51, 279–286.
41. Rana, SVS, & Tayal, MK (1981). Påvirkning av sink, vitamin b12 og glutation på leveren til rotter utsatt for karbontetraklorid. Industriell helse, 19, 65–69.
42. Rana, SVS, & Kumar, A. (2001). Effekt av kadmium og sinkmetallothionein på methemoglobin og nitrogenoksid i dimetylnitrosaminbehandlede rotter. Indian Journal of Experimental Biology, 39, 487–489.
43. Rani, V., Verma, Y., Rana, K., & Rana, SVS (2018). Sinkoksid nanopartikler hemmer dimetylnitrosamin-indusert leverskade hos rotter. Chemico Biological Interactions, 295, 84–92.
44. Rasmussen, JW, Martinez, E., Louka, P., & Wingett, DG (2010). Sinkoksid nanopartikler for selektiv ødeleggelse av tumorceller og potensial for bruk av medikamentlevering. Ekspertuttalelse om narkotikalevering, 7, 1063–1077.
45. Riopelle, JL, & Jasmin, G. (1969). Natur, klassifisering og nomenklatur av nyresvulster indusert i rotte av dimetylnitrosamin. Journal of National Cancer Institute, 42, 643–662.
46. ​​Sharma, V., Anderson, D., & Dhawan, A. (2012). Sinkoksid-nanopartikler induserer oksidativ DNA-skade og ROS-utløst mitokondrie-mediert apoptose i humane leverceller (HepG2). Apoptosis, 17, 852–870.
47. Shen, C., James, SA, de Jonge, MD, Turney, TW, Wright, PF, & Feltis, BN (2013). Relaterer cytotoksisitet, sinkioner og reaktivt oksygen i ZnO nanopartikkel-eksponerte humane immunceller. Toksikologiske vitenskaper, 136, 120–130.
48. Sheweita, SA, & Tilmisany, AK (2003). Kreft og fase II legemiddelmetaboliserende enzymer. Current Drug Metabolism, 4, 45–58.
49. Sheweita, SA, Mousa, N., & Al-Masry, HM (2008). N-Nitrosodimethylamine endrer uttrykket av glutation S-transferase i leveren til hannmus: Rollen til antioksidanter. Journal of Biochemical and Molecular Toxicology, 22, 389–395.
50. Soheili, S., Moradhaseli, S., Shokouhian, A., & Ghorbani, M. (2013). Histopatologiske effekter av ZnO nanopartikler på lever- og hjertevev hos Wistar-rotter. Advances in Bioresearch, 4, 83–88.
51. Taccola, L., Rafa, V., Riggio, C., Vittorio, O., Iorio, MC, Vanacore, R., Pietrabissa, A., & Cuschieri, A. (2011). Sinkoksid nanopartikler som selektive mordere av prolifererende celler. International Journal of Nano Medicine, 6, 1129–1140.
52. Thurman, RG, Ley, HG, & Scholz, R. (1972). Hepatisk mikrosomal etanoloksidasjon. Hydrogenperoksiddannelse og rollen til katalase. European Journal of Biochemistry, 25, 420–430.
53. Toro, G., & Ackermann, P. (1975). Praktisk klinisk kjemi, første utg. Little, Brown and Company, Bos ton., s.154.