Differensiell lipidomi av HK-2-celler og eksosomer under høy glukosestimulering

Abstrakt

Unormal cellulær lipidmetabolisme er svært viktig i forekomsten og progresjonen av diabetisk nyresykdom (DKD). Imidlertid er lipidsammensetningen og differensialekspresjonen ved høy glukosestimulering av renale tubulære celler og deres eksosomer, som er en viktig del av utviklingen av DKD, stort sett ukjent. I denne studien, basert på målrettet lipidanalyse ved isotopmerking og tandemmassespektrometri, ble totalt 421 og 218 lipidarter kvantifisert i henholdsvis HK-2-celler og eksosomer. Enda viktigere, resultatene viste at GM3 d18:1/22:0, GM3 d18:1/16:0, GM3 d18:0/16:0, GM3 d18:1/22:1 ble betydelig økt, mens LPE18:1, LPE, CL66:4 (16:1), BMP36:3, CL70:7 (16:1), CL74:8 (16 :1) ble signifikant redusert i høyglukosestimulerte HK{{4{{90}}}}-celler. Også, PG36:1, FFA22:5, PC38:3, SM d18:1/16:1, CE-16:1, CE-18:3, CE-20:5, og CE-22:6 ble signifikant økt, mens GM3 d18:1/24:1, GM3 ble signifikant redusert i eksosomer utskilt av høyglukosestimulerte HK-2-celler. Videre ble TAG, PC og CL redusert betydelig i eksosomene sammenlignet med HK-2-cellene, og LPA18:2, LPI22:5, PG32:2, FFA16:1, GM3 d18:1/18:1 , GM3 d18:1/20:1, GM3 d18:0/20:0, PC40:6p, TAG52:1(18:1), TAG52:0(18:0), CE{{101 }}:5, CE-20:4, CE-22:6 ble bare funnet i eksosomer. I tillegg reduserte uttrykket av PI4P i HK-2-celler under en høy glukosetilstand. Disse dataene kan være nyttige for å gi nye mål for å utforske mekanismene til DKD.

Nøkkelord

Målrettet lipidomi; Nyretubuli; Eksosomer; Diabetisk nyresykdom.

Klikk her for å kjøpe Cistanche-tilskudd for å beskytte nyrene

Introduksjon

Lipidmetabolske forstyrrelser deltar i forekomsten og utviklingen av diabetisk nyresykdom (DKD) [1, 2]. Endringer i cellulær lipidsammensetning i nyrene under en høy glukosetilstand kan forårsake en økning i aktiv oksygenproduksjon, mitokondriell dysfunksjon og til og med indusere apoptose [3, 4, 5, 6]. Selv om mange forskere har erkjent den viktige rollen til nyretubuli i utviklingen og progresjonen av DKD, har få studier adressert det totale lipidekspresjon i nyretubuli eller endringene under høy glukosestimulering [7, 8]. Derfor er det av stor betydning å få omfattende informasjon om lipider i nyretubuli, og dermed ytterligere belyse lipidenes rolle i patogenesen av DKD.

I løpet av de siste årene har eksosomenes rolle i utviklingen av DKD tiltrukket seg økende oppmerksomhet. Eksosomer som kan samarbeide med autofagi-lysosomveien for å lindre intracellulært stress har en viktig rolle i å opprettholde cellulær homeostase [9, 10]. I mellomtiden fungerer de som bærere for materialoverføring og informasjonskommunikasjon mellom celler [11]. Nyere studier har avdekket at krysstale mellom tubulære celler og andre nyrecelletyper i nefronet kan ha en viktig rolle i sykdomsprogresjonen [12, 13]. Selv om lipidsammensetningen til eksosomer kan påvirke egenskapene deres, har den blitt studert i mindre grad sammenlignet med oppmerksomheten til protein og RNA [14]. Siden eksosomer utskilt av forskjellige celler varierer i lipidtyper, innhold og funksjoner, vil klargjøring av lipidsammensetningen og differensialekspresjon av eksosomer som skilles ut av nyretubuli under høy glukosetilstand gi et teoretisk grunnlag for å klargjøre mekanismen for eksosomal kommunikasjon angående nyretubuli. .

Her presenterte vi en differensiell lipidomisk analyse av nyretubuli og deres eksosomer under høy glukosestimulering og oppdaget differensielt uttrykte lipidarter av kardiolipin (CL), monosialodihexosyl gangliosid (GM3) og kolesterylester (CE). Vi undersøkte også i utgangspunktet rollen til fosfoinositider (PIP) i eksosomal produksjon og observerte opptaket av tubulære eksosomer av glomerulære mesangiale celler (GMC).

Cistanche supplement

Metoder

1. Cellekultur

Den humane nyreproksimale tubulære epitelcellelinjen HK-2 ble kjøpt fra Shanghai Institute for Biological Sciences Cell Resource Center. HK-2-cellene ble dyrket i normal glukose Dulbecco's Modified Eagle Medium/Nutrient Mixture F-12 (DMEM/F-12) som ble supplert med 10 prosent føtalt bovint serum (FBS; FSP500, ExCell). Normal glukose DMEM/F-12 var en 1:1 blanding av DMEM (11966025, Gibco) og Ham's F-12 (11765054, Gibco) som inneholdt 5,56 mmol/L glukose. Cellene ble holdt ved 37 grader i en 5 prosent CO2-inkubator. Når 80 prosent konfluens var nådd, ble cellene høstet ved bruk av standard trypsinfordøyelsesprosedyre og passert i et splittforhold på 1:2. Passasjecellene ble dyrket med eksosom-utarmet FBS (CMS101.03, Cellmax) i 5,5 mmol·L-1 glukose som den tomme kontrollgruppen (NG) og 30 mmol·L-1 glukose som høy glukose gruppe (HG) i 48 timer.

2. Eksosomisolasjon

Differensiell ultrasentrifugering ble brukt for å ekstrahere eksosomer fra HK{{0}} cellekultursupernatantene. Kort fortalt ble HK-2 cellekultursupernatanter samlet og sekvensielt sentrifugert ved 2000×g, 4 grader i 10 minutter, og deretter ved 10,000×g, 4 grader i 30 min for å fjerne celler, celleavfall og store vesikler. Supernatantfraksjoner ble filtrert ved bruk av 0,22-μm porestørrelsesfiltre. Filtrerte prøver ble deretter utsatt for ultrasentrifugering ved 110 000 xg i 75 minutter, to ganger ved 4 grader for å pelletere eksosomene. De resulterende eksosomene ble resuspendert i en liten mengde fosfatbufferløsning (PBS) og lagret ved -80 grad .

3. Nanopartikkelsporingsanalyse (NTA)

Eksosomer ble tint i et 25 graders vannbad og plassert på is, hvoretter de ble direkte fortynnet med 1×PBS for deteksjon med tunable resistive pulse sensing (TRPS). Analyser av størrelsesfordeling og konsentrasjon av eksosomer ble utført ved bruk av qNano Gold med Izon Control Suite 3.3.2 fra Izon Science.

4. Proteinbestemmelse og western blotting

Ca. 100 ul forhåndsblandet crack-løsning (RIPA cracking-løsning og 1 prosent PMSF-hemmer) ble tilsatt til celle- og exosomprøvene separat. Etter sprekking i 30 minutter ble de sentrifugert ved 12,000×g, 4 grader i 20 minutter. Supernatanten ble tatt, og proteinkonsentrasjonene ble bestemt ved å bruke bicinchoninsyre (BCA; Beyotime) proteinanalysesett i henhold til produsentens instruksjoner. Bovint serumalbumin ble brukt som standardprotein.

Proteinprøver ble fraksjonert ved natrium-dodecyl-sulfat polyakrylamidgelelektroforese (SDS-PAGE). Etter å ha blitt overført til en PVDF-membran (Millipore), ble de inkubert med forskjellige primære antistoffer, anti-CD63 (EXOAB-CD63A-1, SBI; 1:1000), anti-ALIX (YT6283, Immunoway; 1:1000 ), anti-Calnexin (YT0613, Immunoway; 1:1000), anti-P62 (P0067, Sigma; 1:1000) og anti-LC3 (L7543, Sigma; 1:1000), etterfulgt av geit-anti-kanin eller mus Ig sekundære antistoffer (180202-001, SBI; 1:5000). Spesifikke bånd ble påvist ved å bruke forbedret kjemiluminescerende (ECL; Beyotime) substrat. -actin (BM0627, Boster) ble brukt som internkontroll. Relativ båndintensitet ble målt ved å bruke ImageJ-programvare.

5. Transmisjonselektronmikroskopi (TEM)

5 ul prøve ble droppet til kobbernettet og inkubert ved romtemperatur i 5 minutter. En dråpe 2 prosent uraniumperoksidacetat ble tilsatt til kobbernettet og inkubert ved romtemperatur i 1 min. Den ble deretter tørket i omtrent 20 minutter ved romtemperatur og observert under et nanotransmisjonselektronmikroskop (Tecnai G2 Spirit BioTwin, FEI).

Cistanche ekstrakt

6. Målrettet lipidomi

Lipider ble ekstrahert ved hjelp av en modifisert versjon av Bligh og Dyers metode [15]. Alle lipidomiske analyser ble utført på en Exion ultra-performance væskekromatografi (UPLC) kombinert med et SCIEX QTRAP 6500 PLUS-system. UPLC-MS/MS-analyser ble utført i elektrosprayioniseringsmodus (ESI), med følgende forhold: gardingass=20, ionesprayspenning=5,500 V , temperatur=400 grad , ionekildegass 1=35 og ionekildegass 2=35. Polare lipider ble separert ved å bruke en Phenomenex Luna 3 µm silikakolonne (indre diameter 150 × 2.{51}} mm) med to mobile faser: mobil fase A (kloroform: metanol: ammoniumhydroksid, 89,5: 10: 0.5) og mobil fase B (kloroform: metanol: ammoniumhydroksid: vann, 55: 39: 0.5: 5,5). Gradientseparasjon ble utført som følger: gradienten ble opprettholdt med 95 prosent A i 5 minutter og deretter lineært redusert til 60 prosent på 7 minutter og holdt i 4 minutter, hvoretter den falt til 30 prosent og ble deretter holdt i 15 min. Til slutt ble den opprinnelige gradienten påført og opprettholdt i 5 min. Massespektrometrisk multireaksjonsovervåking (MRM) ble etablert for ulike lipididentifikasjoner og kvantitative analyser [16, 17]. Individuelle polare lipidarter ble kvantifisert ved å referere til spikede interne standarder av samme lipidklasse inkludert PE-d31(16:0/18:1), DMPE; PG-d31(16:0/18:1), DMPG; PI-d31(16:0/18:1), di-C8- PI; PS-d31(16:0/18:1), DMPS; PA-d31(16:{{1{{1{{110}}8}}4}}/18:1), PA(17:0/17:0); BMP-(14:0/14:0); LPE-17:1; LPI-17:1; LPS-17:1; LPA-17:0; GM3 d18:1/18:0-d3; d31-16:0, d8-20:4; PC-d31(16:0/18:1), DMPC; SM d18:1/ d31-16:0, SM d18:1/12:0; LPC-17:0; Cer d18:1-d7/15:0; Sph-d18:1/17:0; CL 22:1(3)-14:1.

Glyserollipider, inkludert diacylglyceroler (DAGs) og triacylglycerols (TAGs), ble kvantifisert ved å bruke en modifisert versjon av omvendt fase HPLC/MS/MS. Separasjon av nøytrale lipider ble oppnådd på en Phenomenex Kinetex-C18 2.6 µm kolonne (id 4,6x100 mm) ved bruk av en mobil fase inneholdende kloroform:metanol: {{19} }.1 M ammoniumacetat (100:100:4), ved en strømningshastighet på 160 µl/min. d5-TAG (16:0)3; d5-TAG (14:0)3; d5-TAG (18:0)3 ble brukt til individuell spike TAG. d5-DAG (1,3-17:0); d5-DAG (1,3-18:1) ble brukt til å øke individuelle DAG basert på Neutral miss MS/MS-teknologi.

Frie kolesteroler, steroler og deres estere ble analysert ved HPLC-MS/MS, utført i atmosfærisk trykk kjemisk ionisering (APCI)-modus, med Cholesteryl-2,2,3,4,4,6-d6 oktadekonat; Kolesterol-26,26,26,27,27,27-d6 som interne standarder.

Kloroform: metanol: (1:1), 2,4 M saltsyre og 0,25 M EDTA ble tilsatt prøven, etterfulgt av maling ved lave temperaturer. Prøven ble sentrifugert etter inkubering i 3 timer ved 4 grader, hvoretter den nedre organiske fasen ble ekstrahert. Kloroform ble tilsatt for den andre ekstraksjonen, etterfulgt av vasking av den organiske fasen ved bruk av IN saltsyre:metanol (1:1). Den organiske fasen ble tørket i en roterende vakuumkonsentrator. Som tidligere rapportert ble 40 prosent metylamin:vann:n-butanol:metanol (36:8:9:47) brukt for deacylering og analysert ved Thermo ICS-5000 ionekromatografi. PI4P, PI3P, PI4P, PI(3, 4)P2, PI(3, 5)P2, PI(4, 5)P2 og PI(3, 4,5) P3 ble brukt til å bygge en ekstern kalibreringskurve for kvantitativ analyse. Analysen ble støttet av Lipidall Technologies Company Limited.

7. Fluorescensmikroskopi

For å visualisere opptak av eksosomer i GMC-er (Sicencell), ble en lik mengde eksosomer utskilt av HK-2-celler med eller uten høyglukosestimulering merket med PKH67 (mini67, Sigma) i henhold til produsentens instruksjoner. Merkede eksosomer ble dyrket med GMC i 24 timer. Sammenflytende GMC-er ble vasket tre ganger med PBS, hvoretter cellene ble fiksert med 4 prosent paraformaldehyd og holdt utenfor lys i 30 minutter. Celler ble vasket tre ganger med PBS og farget med DAPI (28718903, Solarbio) i 4-6min. Etter vask tre ganger ble konfluente GMC-er fotografert ved bruk av Nikon C2-konfokalmikroskop.

8. Statistisk analyse

GraphPad 7.0 ble brukt for statistisk analyse og kartlegging. Data er uttrykt som gjennomsnitt ± SEM. Elevens t-test ble brukt for sammenligning mellom de to gruppene. En P-verdi < 0.05 ble ansett som statistisk signifikans.

Cistanche kapsler

Diskusjon

Vår studie gir de differensielt uttrykte lipidartene til HK{{0}}-celler og eksosomer under høy glukosestimulering, som ikke tidligere ble rapportert. Interessant nok arter av GM3, for eksempel GM3 d18:1/22:0, GM3 d18:1/16:0, GM3 d18:0/16:0 , GM3 d18:1/22:1 ble signifikant økt i høyglukosestimulerte HK-2-celler, og GM3 d18:1/24:1, GM3 ble signifikant redusert i eksosomer. I tillegg ble GM3 d18:1 /18:1, GM3 d18:1/20:1 og GM3 d18:0/20:0 ble bare funnet i eksosomer. GM3 er det mest utbredte gangliosidet i kroppen, bestående av glukose, galaktose og sialinsyre karakterisert av sialiske grupper assosiert med ceramidskjelettstrukturen [18]. Det er involvert i reguleringen av en rekke cellefunksjoner, inkludert signaltransduksjon, spredning, differensiering og apoptose. I følge nyere studier er serumkonsentrasjonen av GM3 høyere hos pasienter med type 2 diabetes, hyperlipidemi og overvektige pasienter, mens GM3 kan fremme fjerning av insulinreseptorer og redusere insulinsignalering [19]. Resultatene våre indikerte forhøyede nivåer av alle differensialuttrykte GM3-arter i HK-2-celler under høy glukosestimulering, spesielt økningen av GM3 med lateral kjede (22:0) som var den mest åpenbare. Zhang et al. [20] observerte også forhøyet GM3 d18:1/22:0 uttrykk i nyrebarken til mus med diabetisk nefropati, noe som stemte overens med resultatene våre. Studien av streptozotocin-induserte type 2 diabetes-rotter utført av Anela et al. [21] fant uendret GM3 i glomeruli, men signifikant økt GM3-ekspresjon i nyretubuli, noe som er i tråd med vårt funn av GM3-endringer i nyretubuli. Kwak et al. [22] fant en GM3-reduksjon i det glomerulære innholdet hos streptozotocin-induserte diabetiske rotter, etterfulgt av et tap av ladning selektiv filtreringsbarriere i glomeruli. Det er viktig å merke seg at GM3s rolle i glomeruli og nyretubuli kan variere. GM3 er også en viktig del av lipidflåten [23]. Endringer i GM3-ekspresjonsnivåer i lipidflåter endrer aktivitetene til Na pluss-glukose-kotransporter type 2 (SGLT2) og nyre-Na pluss /K pluss /Cl- cotransporter, som begge er lipid-flåteavhengige [24]. Noen forskere antok at en høyere konsentrasjon av GM3 øker SGLT2 og Na pluss /K pluss /Cl-cotransporter aktiviteter, noe som fører til økt tubulær reabsorpsjon og efferent arteriole hydrostatisk trykk og deretter forårsake nyre tubulær celleskade ved å skade den tubuloglomerulære balansen. Kumari et al. [25] fant at GM3 i urineksosomer hos pasienter viste en signifikant forskjell mellom DKD og diabetes mellitus. Samlet sett bør rollen til GM3s forhøyede uttrykk under høy glukose i nyretubuli tas opp av fremtidig forskning.

Viktigere, resultatene våre viste også at noen arter av CL, inkludert CL66:4(16:1), CL70:7(16:1) og CL74:8(16:1) ble signifikant redusert i høyglukosestimulert HK{ {13}} celler. Sammenlignet med HK-2-celler var CL betydelig redusert i eksosomer. CL er lokalisert nesten utelukkende i mitokondriell indre membran og er en viktig del av å opprettholde mitokondriestrukturen. Det har en viktig rolle i elektronledning, adenosintrifosfatproduksjon, energimetabolisme og apoptose [26, 27]. Ved diabetes er mitokondrielle morfologiske endringer og dysfunksjon ofte ledsaget av patologisk CL-endring [28,29]. De proksimale renale tubulære epitelcellene krever nok ATP for å opprettholde den aktive transporten og reabsorpsjonen av ulike stoffer. Som høyt energikrevende celler er proksimale renale tubulære epitelceller rike på mitokondrier [30]. Mitokondriell fragmentering er observert i proksimale tubulære epitelceller i tidlig diabetes. Zhang et al. [31] fant at CL var avgjørende for å opprettholde tubulær mitokondriell funksjon hos mus med type 1 diabetes. Resultatene våre kan gi et nytt teoretisk grunnlag for å studere den mitokondrielle skademekanismen til DKD.

Eksosomer har en viktig rolle i å opprettholde cellulær homeostase ved å samarbeide med autofagi-lysosombanen. Tidligere studier har funnet at endringer i PIPs ekspresjonsnivåer kan påvirke både eksosomsekresjon og cellulær autofagi ved å regulere transformasjonen av MVBs [32, 33, 34]. Nina et al. [35] fant at i PC-3-celler økte hemming av PIKfyve, hvilket substrat er PI3P, utskillelsen av eksosomer og induserte sekretorisk autofagi, og viste dermed at disse banene var nært knyttet sammen av PIP-er. Basert på det ovenfor nevnte, observerte vi endringene i PIP, eksosomal produksjon og autofagi i høyglukosestimulerte HK-2-celler. Resultatene våre viste at høy glukosestimulerte både sekresjon av eksosomer og aktivering av autofagi i HK-2-celler, mens en signifikant reduksjon ble funnet i PI4P-ekspresjon. Ytterligere studier er nødvendige for å undersøke eksosom-autofagi-reguleringsmekanismen til PIP-er involvert i høy glukosestimulering.

Som budbringeren har eksosomer en viktig rolle i intracellulær signalering og funksjonelle endringer i utviklingen av DKD [36, 37, 38]. Vi fluorescerende merket HK-2-celler-frigitte eksosomer og demonstrerte deres parakrine opptak av GMC-er. Sammenlignet med deres moderceller har eksosomer en spesiell sammensetning, som gjør dem mer stabile og funksjonelle på grunn av det rike kolesterolet, sfingolipider, mettede fosfolipider og lipidflåtedomener [39]. Selv små endringer i lipidsammensetning kan påvirke egenskapene til membranen, og dermed ha stor effekt på funksjonen. I denne studien fant vi at TAG, PC og CL var signifikant redusert i eksosomer sammenlignet med HK-2-moderceller, mens 13 arter av lipider inkludert LPA18:2, LPI22:5, PG32:2, FFA16: 1, GM3 d18:1/18:1, GM3 d18:1/20:1, GM3 d18:{{30}}/20:0, PC40: 6p, TAG52:1(18:1), TAG52:0(18:0), CE-20:5, CE-20:4, CE-22:6 ble bare oppdaget i eksosomer. Arbeidet som presenteres her gir et grunnlag for videre analyse av de parakrine rollene til eksosomer frigjort av tubulære celler.

Cistanche pulver

Konklusjoner

Avslutningsvis demonstrerte vår studie viktigheten av lipidomikanalyse for å gi nye mål for å utforske patogenesen til DKD. Ytterligere studier på funksjonen til de differensielle uttrykte lipidene så vel som de omfattende lipidstudiene på andre celler i nefronet og deres eksosomer kan gi et nytt perspektiv som ytterligere vil belyse mekanismen til DKD.

Referanser

1. Stephanie Eid, Kelli M. Sas, Steven F. Abcouwer, Eva L. Feldman, Thomas W. Gardner, Subramaniam Pennathur. et al. Ny innsikt i mekanismene for diabetiske komplikasjoner: lipiders rolle og lipidmetabolisme. Diabetologia. 2019; 62(9): 1539-49.

2. Krisztian Stadler, Ira J. Goldberg, Katalin Susztak. Den utviklende forståelsen av bidraget til lipidmetabolisme til diabetisk nyresykdom. Curr Diab Rep. 2015; 15(7): 40.

3. Michal Herman-Edelstein, Pnina Scherzer, Ana Tobar, Moshe Levi, Uzi Gafter. Endret renal lipidmetabolisme og renal lipidakkumulering ved human diabetisk nefropati. J Lipid Res. 2014; 55(3): 561-72.

4. G Michelle Ducasa, Alla Mitrofanova, Alessia Fornoni. Krysstale mellom lipider og mitokondrier ved diabetisk nyresykdom. Curr Diabetes Rep. 2019; 19:144.

5. Kerri J. Grove, Paul A. Voziyan, Jeffrey M. Spraggins, Suwan Wang, Paisit Paueksakon, Raymond C. Harris. et al. Diabetisk nefropati induserer endringer i de glomerulære og tubulære lipidprofilene. J Lipid Res. 2014; 55(7): 1375-85.

6. Kelli M. Sas, Jiahe Lin, Thekkelnaycke M. Rajendiran, Tanu Soni, Viji Nair, Lucy M. Hinder. et al. Delte og distinkte lipid-lipid-interaksjoner i plasma og berørte vev i en diabetisk musemodell. J Lipid Res. 2018; 59(2): 173-83.

7. Joseph V. Bonventre. Kan vi målrette tubulær skade for å forhindre nedsatt nyrefunksjon ved diabetes? Semin Nephrol. 2012; 32(5): 452-62.

8. Bi-Cheng Liu, Tao-Tao Tang, Lin-Li Lv, Hui-Yao Lan. Nyretubuliskade: en drivkraft mot kronisk nyresykdom. Nyre International. 2018; 93(3): 568-79.

9. Nina Pettersen Hessvik, Alicia Llorente. Nåværende kunnskap om eksosom biogenese og frigjøring. Cell Mol Life Sci. 2018; 75(2): 193-208.

10. Leila Salimi, Ali Akbari, Nassrollah Jabbari, Behnam Mojarad, Ali Vahhabi, Sławomir Szafert. et al. Synergier i eksosomer og autofagiveier for cellulær homeostase og metastase av tumorceller. Cell Biosci. 2020; 10:64.

11. Suresh Mathivanan, Hong Ji, Richard J. Simpson. Eksosomer: ekstracellulære organeller viktige i intercellulær kommunikasjon. J Proteomics. 2010; 73(10): 1907-20.

12. Maja Kosanović, Alicia Llorente, Sofija Glamočlija, José M. Valdivielso, Milica Bozic. Ekstracellulære vesikler og nyrefibrose: en odyssé mot en ny terapeutisk tilnærming. Int J Mol Sci. 2021; 22(8): 3887.

13. Lin-Li Lv, Ye Feng, Min Wu, Bin Wang, Zuo-Lin Li, Xin Zhong. et al. Eksosomalt miRNA-19b-3p av tubulære epitelceller fremmer M1 makrofagaktivering ved nyreskade. Celledød er forskjellig. 2020; 27(1): 210-26.

14. Raghu Kalluri, Valerie S. LeBleu. Eksosomers biologi, funksjon og biomedisinske anvendelser. Vitenskap. 2020; 367(6478): eaau6977.

15. Jieli Lu, Sin Man Lam, Qin Wan, Lixin Shi, Yanan Huo, Lulu Chen. et al. Målrettet lipidomi med høy dekning avslører nye serumlipidprediktorer og dysregulering av lipidveier forut for utbruddet av type 2-diabetes hos normoglykemiske kinesiske voksne. Diabetes omsorg. 2019; 42(11): 2117-26.

16. Sin Man Lam, Raoxu Wang, Huan Miao, Bowen Li, Guanghou Shui. En integrert metode for direkte avhør av sfingolipid-homeostase i hjerte- og hjernevev til mus gjennom postnatal utvikling opp til reproduktiv alderdom. Anal Chim Acta. 2018; 1037: 152-58.

17. Sin Man Lam, Zehua Wang, Jie Li, Xun Huang, Guanghou Shui. Sekvestrering av flerumettede fettsyrer i membranfosfolipider av Caenorhabditis elegans dauer larve svekker eikosanoid biosyntese for forlenget overlevelse. Redox Biol. 2017; 12: 967-77.

18. Masako Nishikawa, Makoto Kurano, Takahiro Nitta, Hirotaka Kanoh, Jin-ichi Inokuchi, Yutaka Yatomi. Serum GM3(d18:1-16:0) og GM3(d18:1-24:1) nivåer kan være assosiert med lymfom: En eksplorativ studie med hematologiske sykdommer. Sci Rep. 2019; 9: 6308.

19. Takashige Sato, Yutaka Nihei, Masakazu Nagafuku, Seiichi Tagami, Rina Chin, Mitsunobu Kawamura. et al. Sirkulerende nivåer av gangliosid GM3 i metabolsk syndrom: En pilotstudie. Obes Res Clin Practice. 2008; 2(4): 231-38.

20. Biyu Hou, Ping He, Peng Ma, Xinyu Yang, Chunyang Xu, Sin Man Lam. et al. Omfattende lipidomprofilering av nyrene ved tidlig stadium av diabetisk nefropati. Endokrinol foran (Lausanne). 2020; 11:359.

21. Anela Novak, Nikolina Režić Mužinić, Vedrana Cikeš Čulić, Joško Božić, Tina Tičinović Kurir, Lejla Ferhatović. et al. Nyrefordeling av gangliosid GM3 i rottemodeller av type 1 og 2 diabetes. J Physiol Biochem. 2013; 69: 727-35.

22. Dong Hoon Kwak, Young Il Rho, Oh Deog Kwon, Seon Ho Ahan, Ju Hung Song, Young Kug Choo. et al. Reduksjon av gangliosid GM3 i streptozotocin-indusert diabetisk glomeruli hos rotter. Life Sci. 2003; 72(17): 1997-2006.

23. Yong Chen, Jie Qin, Zheng W. Chen. Fluorescens-topografisk NSOM visualiserer direkte topp-dalpolariteter til GM1/GM3-flåter i cellemembransvingninger. J Lipid Res. 2008; 49(10): 2268-75.

24. Pia Welker, Alexandra Böhlick, Kerim Mutig, Michele Salanova, Thomas Kahl, Hartmut Schlüter. et al. Renal Na pluss -K pluss -Cl- -kotransportøraktivitet og vasopressinindusert handel er lipidflåteavhengig. Am J Physiol Renal Physiol. 2008; 295(3): F789-F802.

25. Sangeeta Kumari, Ajeet Singh. Urineksosomal lipidomikk avslører markører for diabetisk nefropati. Nåværende Metabolomics. 2018; 6: 131-39.

26. Alexander V. Panov, Sergey I. Dikalov. Kardiolipin, per hydroksylradikaler og lipidperoksidasjon ved mitokondriell dysfunksjon og aldring. Oxid Med Cell Longev. 2020; 2020: 1323028.

27. Giuseppe Paradies, Valeria Paradies, Francesca M. Ruggiero, Giuseppe Petrosillo. Kardiolipins rolle i mitokondriell funksjon og dynamikk i helse og sykdom: molekylære og farmakologiske aspekter. Celler. 2019; 8(7): 728.

28. Edgard M Mejia, Hieu Nguyen, Grant M Hatch. Kardiolipinbiosyntese fra pattedyr. Chem Phys Lipider. 2014; 179: 11-6.

29. G. Michelle Ducasa, Alla Mitrofanova, Shamroop K. Mallela, Xiaochen Liu, Judith Molina, Alexis Sloan. et al. ATP-bindende kassett A1-mangel forårsaker kardiolipin-drevet mitokondriell dysfunksjon i podocytter. J Clin Invest. 2019; 129(8): 3387–400.

30. Alejandra Guillermina Miranda-Díaz, Ernesto Germán Cardona-Muñoz, Fermín Paul Pacheco-Moisés. Kardiolipins rolle og mitokondriell skade ved nyretransplantasjon. Oxid Med Cell Longev. 2019; 2019: 3836186.

31. Guanshi Zhang, Jialing Zhang, Rachel J. DeHoog, Subramaniam Pennathur, Christopher R. Anderton, Manjeri A. Venkatachalam. et al. DESI-MSI og METASPACE indikerer lipidavvik og endrede mitokondrielle membrankomponenter i diabetiske nyreproksimale tubuli. Metabolomikk. 2020; 16(1): 11.

32. Johan-Owen De Craene, Dimitri L. Bertazzi, Séverine Bär, Sylvie Friant. Fosfoinositider er viktige aktører i membranhandel og lipidsignalveier. Int J Mol Sci. 2017; 18(3): 634.

33. Kay O. Schink, Kia-Wee Tan, Harald Stenmark. Fosfoinositider i kontroll av membrandynamikk. Annu Rev Cell Dev Biol. 2016; 32: 143-71.

34. Tore Skotland, Nina P. Hessvik, Kirsten Sandvig, Alicia Llorente. Eksosomal lipidsammensetning og rollen til eterlipider og fosfoinositider i eksosombiologi. J Lipid Res. 2019; 60(1): 9-18.

35. Nina Pettersen Hessvik, Anders Øverbye, Andreas Brech, Maria Lyngaas Torgersen, Ida Seim Jakobsen, Kirsten Sandvig. et al. PIKfyve-hemming øker eksosomfrigjøring og induserer sekretorisk autofagi. Cell Mol Life Sci. 2016; 73: 4717-37.

36. Margherita AC Pomatto, Chiara Gai, Benedetta Bussolati, Giovanni Camussi. Ekstracellulære vesikler i nyrepatofysiologi. Foran Mol Biosci. 2017; 4:37.

37. Xiaoming Wu, Yanbin Gao, Liping Xu, Wanyu Dang, Huimin Yan, Dawei Zou. et al. Eksosomer fra høyglukosebehandlede glomerulære endotelceller utløser epitel-mesenkymal overgang og dysfunksjon av podocytter. Sci Rep. 2017; 7: 9371.

38. Xiao-ming Wu, Yan-bin Gao, Fang-qiang Cui, Na Zhang. Eksosomer fra høyglukosebehandlede glomerulære endotelceller aktiverer mesangiale celler for å fremme nyrefibrose. Biol åpen. 2016; 5(4): 484-91.

39. Tore Skotland, Kirsten Sandvig, Alicia Llorente. Lipider i eksosomer: Nåværende kunnskap og veien videre. Prog Lipid Res. 2017; 66: 30-41.

Weidong Wang, Tingting Li, Zhijie Li, Hongmiao Wang, Xiaodan Liu

Department of Nephrology, The First Affiliated Hospital of China Medical University, 155 North Nanjing Street, Shenyang, Liaoning, PR China, 110001