Evaluering av antioksidanter, bleking og antialdringsegenskaper til risproteinhydrolysater

Ta kontakt med:joanna.jia@wecistanche.com/ WhatsApp: 008618081934791

Hui-Ju Chen 1,2, Fan-Jhen Dai 2, Cheng-You Chen 3, Siao-Ling Fan 2, Ji-Hong Zheng 4, Yu-Chun Huang 2, Chi-Fai Chau 1, Yung-Sheng Lin 3, 4,5,* og Chin-Shuh Chen 1,*

Abstrakt:Planteavledede proteinhydrolysater har potensielle bruksområder i ernæring. Risproteinhydrolysater (RPH), en utmerket kilde til proteiner, har vakt oppmerksomhet for utviklingen av kosmetikk. Imidlertid har få studier rapportert den potensielle anvendelsen av RPH-inanalyse, og denne studien undersøkte deresantioksidantaktiviteter og de hemmende aktivitetene til hudaldrende enzymer. Resultatene indikerte at de totale fenol- og flavonoidkonsentrasjonene var 2.06 ± 0,13 mg gallussyreekvivalent/g RPH og 25,96 ± 0,52 µg quercetinekvivalent/g RPH, hhv. RPH-er viste doseavhengig aktivitet for å fjerne frie radikaler fra 1,1-difenyl-2-picrylhydrazyl [halvmaksimal hemmende konsentrasjon (IC50)=42.58 ± 2.1 mg/g RPH] og 2 ,20-azino-bis (3-etylbenzotiazolin-6-sulfonsyre) (IC50=2,11 ± 0,88 mg/g RPH), doseavhengig reduksjonskapasitet (6,95 ± 1,40 mg vitamin C-ekvivalent/g RPH) og oksygenradikalabsorbanskapasitet (473 µmol Trolox-ekvivalent/g RPH). Konsentrasjonene av RPH-løsningen som kreves for å oppnå 50 prosent hemming av hyaluronidase ogtyrosinaseaktivitetene ble bestemt til å være henholdsvis 8,91 og 107,6 mg/ml. Denne studien viste at RPH harantioksidant,antihyaluronidase og antityrosinaseaktiviteter for fremtidige kosmetiske bruksområder.

Nøkkelord:risproteinhydrolysat;antioksidant; hyaluronidase;tyrosinase; kosmetikk

cistancheblekingeffektpå huden tilantioksidasjon

1. Introduksjon

Eksponering for ultrafiolett stråling er ansvarlig for fotoaldring (eller ekstrinsisk aldring); i kontrast er reaktive oksygenarter produsert i cellemetabolismen og forringelsen av biologiske funksjoner ansvarlige for iboende aldring [1,2]. Bearbeidet mat inneholder ofte naturligantioksidantersom katekiner, askorbinsyre, tokoferoler, rosmarinsyre og fenolekstrakter fra forskjellige planter. Forskning utført på naturlige antioksidanter vurderer nå utradisjonelle herkomster. Naturlig hentetantioksidanterer mer ønskelig enn kjemisk produsertantioksidantersiden noen syntetiske antioksidanter har blitt rapportert å være kreftfremkallende [3]. Ris (Oryza sativa) er en viktig kosttilskudd for mennesker over hele verden, spesielt de som bor i Asia. Klodens årlige risproduksjon er omtrent 741 millioner tonn [4]. I asiatiske land er ris angivelig kilden til 75 prosent av energiinntaket til over 2 milliarder mennesker [5]. Den omfattende risproduksjonen resulterer i en tilsvarende mengde biproduktproduksjon. Restproduktet fra risproduksjonsprosessen inneholder mesteparten av kornets protein (~60–85 prosent), men kastes eller brukes til forfôring av dyr [6–8]. Peptider oppnådd fra forskjellige proteinhydrolysater fungerer angivelig som potensialantioksidanter[9]. Naturlige og ikke-toksiske antioksidanter kan derfor potensielt utvinnes fra matproteinhydrolysater. Tallrike forskere har brukt lipidrike modeller og rapportert proteinhydrolysater samt melke-, zein- og soyaproteinpeptider som har avgjørende antioksidantegenskaper, inkludert fjerning av frie radikaler, hemming av mat og in vitro lipidperoksidasjon og chelering av overgangsmetaller [10– 12].

Hyaluronsyre (HA) hjelper til med å forynge huden fordi den øker viskositeten, inneholder fuktighet og gjør ekstracellulære væsker mindre permeable. På grunn av sin utmerkede vannholdende kapasitet, øker HA ungdomligheten, fuktigheten og glattheten til huden og reduserer graden av rynker [13,14]. Dessverre avtar nivået av HA i huden naturlig med alderen. Hyaluronidase er et enzym som ødelegger HA, forårsaker tap av hudstyrke, fleksibilitet og fuktighet, som igjen fører til aldring av huden. Derfor kan rynker behandles ved å hemme hyaluronidase og opprettholde HA-innholdet i huden [15,16]. Det melaninproduserende enzymettyrosinasebidrar viktig til det hastighetsbegrensende trinnet i prosessen der melanin produseres. Derfor blir pigmentforstyrrelser ofte behandlet, og hudlysing oppnås ved å hemme eller nedreguleretyrosinaseaktivitet [17,18].

I flere studier har kornproteinhydrolysater og peptidene som kan oppnås fra dem blitt oppdaget å ha antioksidanter, antihypertensive og antitumoraktiviteter [19,20]. De positive bidragene til menneskers helse av matopprinnelige peptider og proteiner blir gradvis anerkjent [21]. Forbrukere krever i økende grad at kosmetikk- og helseindustrien bruker naturlige bioaktive forbindelser. Risproteinhydrolysater (RPH) har vakt oppmerksomhet som en utmerket kilde til proteiner. Imidlertid har få studier rapportert karakterisering og funksjonell analyse av RPH. Derfor evaluerte denne studien antioksidantaktiviteten og hyaluronidase ogtyrosinase-hemmende aktiviteter av RPH.

2. Resultater og diskusjon

2.1. Total fenolkonsentrasjon (TPC) og totalt flavonoidinnhold (TFC)

Standarden i TPC-analysen var gallussyre med flere konsentrasjoner. Høyere absorpsjon indikerte en høyere TPC. TPC for RPH-prøvene ble oppnådd ved å legge inn RPH-prøvenes optiske absorbansverdier i gallussyrekalibreringskurven. Ved å plotte RPH-konsentrasjonen mot fenolkonsentrasjonen (Figur 1a), ble det oppnådd en gjennomsnittlig TPC på 2.06 ± 0.13 mg GAE/g RPH. En TFC på 25,96 ± 0.52 µg QE/gRPHs ble oppnådd ved å følge en lignende prosedyre (Figur 1b). Figur 1c relaterer videre TPC og TFC til RPH-prøvene. Den avslører at forholdet mellom TPC og TFC kan uttrykkes som y=0.0121x pluss 0,0659, der x og y er henholdsvis TPC og TFC.

TPC for RPH inkluderte konsentrasjonene av fenoliske aminosyrer og fenolforbindelser av peptidene. Interaksjon mellom protein og fenolforbindelse involverer generelt kovalent og ikke-kovalent binding. Fenoliske forbindelser frigjøres under enzymatisk hydrolyse. Spesifikke enzymer kan være mest i stand til å ødelegge protein-polyfenolkomplekser; dette resulterer i at et større antall fenoliske forbindelser og peptider med fenoliske grupper, som tyrosin, frigjøres [22]. En sterk korrelasjon er rapportert mellom det totale polyfenolinnholdet i korn og deres biologiske aktivitet. Polyfenoler er velkjent for å ha sterke antioksidantaktiviteter [23]. Selv om det finnes i mindre mengder, kan terpener [24] eller seskviterpener [25] i ris også bidra til antioksidantaktiviteter.

2.2. Aktiviteten til antioksidanter

2.2.1. Radical Scavenging Activity of DPPH Free Radicals

Figur 2 viser DPPH-frie radikalfjernende aktivitet i RPH-løsningen. Høyere konsentrasjon av løsningen ble oppdaget å resultere i høyere aktivitet. Den halvmaksimale hemmende konsentrasjonen (IC50), som er ekstraktkonsentrasjonen som halvparten av alle DPPH-frie radikaler kan fjernes for, var 42,58 ± 2,1 mg/ml rispeptider.

2.2.2. Rensende aktivitet av ABTS frie radikaler

RPHs ABTS frie radikalfjernende aktivitet, illustrert i figur 3, var høyere når en høyere ekstraktkonsentrasjon ble brukt. IC50 var 2,11 ± 0,88 mg/mL rispeptider. Dette resultatet indikerte at RPH-er hadde sterk ABTS-frie radikalfjernende aktivitet. De svovelholdige aminosyrene, inkludert Met og Cys, og hydrofobe aminosyrer, inkludert Ala, Val, Ile, Leu, Met, Cys, Tyr, Phe, Try og Pro, kan være viktige faktorer med hensyn til ABTS frie radikaler rensende aktivitet.

I denne studien var IC50-verdien av ABTS frie radikaler rensende aktivitet lavere enn DPPH frie radikaler rensende aktivitet, og stemte overens med resultatene av Jatropha curcas L. frøskall og kjerne [28] og jujube fruktfrø og skall [29]. Dette funnet tilsvarer også rapporten om riskliproteinhydrolysater med henholdsvis 43,98–66,25 µmol Trolox-ekvivalent/g prøve og 403,28–430,12 µmol Trolox-ekvivalent/g prøve for henholdsvis DPPH-frie radikal-fjernende aktivitet og ABTS-frie radikaler [27].

En mulig årsak er forskjellen i løseligheten mellom DPPH fri radikal (oljeløselig) og ABTS fri radikal (olje/vannløselig) [30,31]. Antioksidantpotensialet til riskliproteinhydrolysater ble påvirket av dets molekylvektprofil, aminosyresammensetning og hydrofobitet [32].

2.2.3. Reduksjonskapasitet

Reduksjonskapasitetsanalysefunnene for RPHs er presentert i figur 4. Reduksjonskapasiteten økte med RPH-konsentrasjonen. Reduksjonskapasiteten var 6,95 ± 1,40 mg VCE/g RPH, noe som indikerer at RPH er en effektiv antioksidant.

2.2.4. Oxygen Radical Absorbance Capacity (ORAC)

ORAC-analysen har fordeler fremfor andre tilnærminger til bestemmelse av antioksidantaktivitet, inkludert reaktantene som brukes er peroksyradikaler med en lignende reaksjonsmekanisme og redokspotensial til fysiologiske oksidanter; den samlede ladningen og protonasjonstilstanden somantioksidanterreaksjonene ligner de i menneskekroppen [33]. ORAC-metoden har også biologisk relevans for effekten av antioksidanter i menneskekroppen. Figur 5 viser resultatene av ORAC-analyse av RPH-er og Trolox-standarden i forskjellige konsentrasjoner. ORAC ble utledet fra regresjonsligningen til kalibreringskurven som relaterte netto AUC til Trolox-konsentrasjonen. Resultatene indikerte at RPH hadde en ORAC på 473 µmol TE/g RPH.

Antioksidantpeptider eller aminosyrer kan oppnås ved enzymatisk proteinhydrolyse, noe som resulterer i svært aktive mot oksidanter [34]. Metallion-kelering, lipidperoksidasjonshemming og frie radikaler av biologisk aktive peptider er ansvarlige for deres antioksidantaktivitet. Frie radikaler kan slukkes og uttrykket av oksidativt stressreduserende proteiner og enzymer oppreguleres av antioksidantpeptider. Antioksidanteffektiviteten til proteinhydrolysater og peptider er angivelig avhengig av sekvensen av aminosyrer og størrelsen på peptidet, som påvirkes av hydrolyseforholdene, proteinkilden og typen protease [35]. I følge Adebiyi et al. [36], kan det største fordøyelige riskliproteinet brytes i mindre biter av subtilisin, noe som resulterer i større proteinutbytte og -innhold. Et hydrolysats TPC og antioksidantaktivitet kan påvirkes av spesifisiteten til enzymer. Derfor kan antioksidantaktiviteten til et peptid påvirkes av proteinkildens egenskaper, enzymets spesifisitet og hydrolysenivået [37].

Det er mange rapporter som bruker proteaser (som Alcalase, et kommersielt navn på asubtilisin A fra Bacillus-arter) for å hydrolysere planteavledede proteiner for å oppnå antioksidantpeptider. I denne forbindelse er soyaprotein et av de mest rapporterte proteinene [38]. Videre er Alcalase hydrolyse av riskli protein også funnet. Under optimale forhold produserte alkalasehydrolyse av glutinøst riskli proteinhydrolysater med IC50-verdien på 0.87 ± 0.02 mg/mL i DPPH-frie radikaler [39]. I vår studie var IC50-verdien til RPH 42,58 ± 2,1 mg/ml. Selv om IC50-verdien i DPPH-fjerning av frie radikaler i denne studien ikke var like effektiv som den fra riskliprotein, var ABTS-frie radikalfjerning (IC50=2.11 mg/mL) mer effektiv enn soyaproteinhydrolysater oppnådd ved Alcalasehydrolyse ( IC50=2.93 mg/ml) [40].

2.3. Hyaluronidase-hemmende aktivitet

Et proteolytisk enzym, hyaluronidase, finnes i dermis og katalyserer nedbrytningen av HA i den ekstracellulære matrisen [41]. Denne studien brukte garvesyre som en positiv kontroll for sammenligningsformål. Figur 6 viser at garvesyre hadde en hemming av høyere hyaluronidaseaktivitet; IC50 var 0.14 mg/mL, tilsvarende verdien oppnådd av Nishida et al. (0,121 mg/ml; 71,1 mM) [42]. Derimot ble en IC50 på 8,91 mg/ml beregnet for RPH-løsningen. Dette resultatet av RPH-løsningen tilsvarte vår tidligere IC50-verdi, 7,61 mg/ml [43]. Proteiner, polysakkarider og planteopprinnelige og syntetiske forbindelser er blant utvalget av forbindelser der hyaluronidaseinhibitorer er tilstede. Disse inhibitorene bidrar til å opprettholde HA-syntese-nedbrytningsbalansen [44]. Lav HA-konsentrasjon i huden resulterer i tørrhet og rynker. Derfor er hemming av hyaluronidase-aktivitet en rute der hudens morfologi kan forbedres og dens aldring forsinkes.

2.4. Tyrosinase-hemmende aktivitet

Proteinhydrolysater fra naturlige kilder har potensial til å hemmetyrosinase aktivitet. In vitro tyrosinase-hemmingstesten brukes vanligvis til å evaluere hvordan hudblekemidler direkte påvirker tyrosinaseaktiviteten [45]. Ved å delta i det hastighetsbegrensende melaninsyntesetrinnet, katalyserer tyrosinase L-tyrosinhydroksylering til L-DOPA og deretter oksidasjonen av sistnevnte til o-dopakinon. Når det er ønskelig å forhindre biosyntese av melanin, kan hemming av L-tyrosinaseaktivitet være avgjørende. Her,tyrosinaseble brukt til å måle RPH-antityrosinase-aktivitet. Som vist i figur 7, oppnådde konsentrasjonen107,6 mg/ml 50 prosent hemming av tyrosinaseaktivitet. Askorbinsyre viste høytyrosinaseinhiberende aktivitet (IC50=0.098 mg/ml), som var lik 0.102 mg/ml som Seo et al. rapportert [46].

Riskliproteinhydrolysater viste signifikant høyetyrosinase-hemmende aktivitet [47,48]. Den tyrosinaseinhiberende aktiviteten til RPH-løsningen kan skyldes aminosyreprofilene til peptider. Schurink et al. beskrevet som effektivttyrosinase-hemmende peptider består av argininrester og fenylalanin [49]. Tyrosinase-hemmende aktivitet kan forbedres av hydrofobe aminosyrerester (f.eks. alanin), og produksjonen av melanin kan forstyrres av alanin [50]. Dessuten, Zhang et al. rapporterte også at risproteinhydrolysat kunne redusere melanininnhold og tyrosinaseaktivitet i den UVB-induserte cellemodellen [51].

cistanche kroppsbygging

2.5. Aminosyreprofiler og MW for RPH

Risens proteininnhold etter fjerning av stivelse i denne studien var 23,56 vektprosent, og hydrolysegraden av prøven hydrolysert av protease var 9,36 prosent. Tabell 1 viser sammensetningen av aminosyrer i RPH-ene. I prøven inneholdt hver 100 g 5,18 g aminosyrer. Når det gjelder aminosyrekomponentene, var RPH-er rike på alanin, leucin, arginin, glutaminsyre og asparaginsyre. Hver 100 g av prøven inneholdt totalt 1,73 g hydrofobe aminosyrer (alanin, valin, leucin, isoleucin, prolin, fenylalanin og cystein). Dette resultatet var helt forskjellig fra vår tidligere rapport [43] i amylaseløsningen og dens behandlingstemperatur for å fjerne stivelse. Innholdet av hydrofobe aminosyrer var 1,90 ganger høyere enn vår forrige rapport. Den lavere behandlingstemperaturen (60 ◦C) i denne studien kan forhindre denaturering av proteiner i store mengder, slik at aktiviteten til aminosyrer kan bevares bedre. I tillegg er en lignende konklusjon også oppnådd fra annen soppamylase og glukoamylase for å forsukkere stivelse i hvit riskli [52].

Forskning har funnet at hydrofobe aminosyrer lignerantioksidanterved å øke den lipidbaserte løseligheten i proteinhydrolysater og peptider fra forskjellige proteinkilder, og dermed fremme interaksjonen med frie radikaler [38,53]. Noen aminosyrer ble rapportert av Chen et al. [54] å generelt væreantioksidanter; de nevnte syrene inkluderte tryptofan, cystein, metionin, tyrosin og histidin. I denne studien omfattet aromatiske aminosyrer (fenylalanin, tyrosin og tryptofan) 0,53 g/100 g RPH. Derfor var disse peptid-opprinnende aminosyrene sannsynligvis ansvarlige for RPHs antioksidantaktivitet.

I tillegg har proteiner som er hydrolysert til kortere peptider en annen MW-fordeling, og noen hydrofobe grupper foldet i det indre av de komplette naturlige proteinmolekylene blir vanligvis utsatt for den vandige fasen. Dette er relatert til at proteinmolekylene er strukturelt omorganisert og derfor til proteinets funksjonelle egenskaper [55,56]. Tricin-SDS-PAGE-dataene indikerte at MW til RPH-er var i området 5–35 kDa (figur 8a).

Figur 8b viser det relative innholdet av ulike MW i RPH. Totalt sett var 45,24 prosent av alt proteinet i hovedbåndet (MW ≈ 2,4 kDa). Lignende resultater ble oppnådd med hensyn til riskliproteinhydrolysatenes peptid. Den høyeste antioksidantaktiviteten oppnådd av Thamnarathip et al. [37] var det for peptider med MW=6–50 kDa. I tillegg eksisterer det sammenhenger mellom proteinhydrolysaters funksjon og MW-fordelingen og sammensetningen av aminosyrer [57]. Dette forklarer antioksidantaktiviteten til RPHs observert i denne studien.

2.6. Celletoksisitetstest

Lav celletoksisitet er nødvendig for fremtidige bruksområder. For å evaluere cytotoksisiteten og biokompatibiliteten til RPH-er, ble cellelevedyktigheten til rå 264,7-celler i RPH-løsning målt ved hjelp av MTT-metoden. Som vist i figur 9, var cellelevedyktigheten over 100 prosent når den ble behandlet med 25–2000 µg/mL RPH i 24 timer og 48 timer. Resultatene indikerer den bemerkelsesverdig lave cytotoksisiteten til RPH. Derfor kan RPH potensielt brukes som kosmetiske applikasjoner med svært lav cytotoksisitet.

3. Materialer og metoder

3.1. Reagenser

Jern(III)klorid, 2,20-azino-bis(3-etylbenzotiazolin-6-sulfonsyre) (ABTS), Trolox(6-hydroksy-2,5 ,7,8-tetrametylkroman-2-karboksylsyre), l-3,4-dihydroksyfenylalanin(L-DOPA), 1,1-difenyl-2- picrylhydrazyl (DPPH) og trikloreddiksyre ble anskaffet fra Alfa Aesar (Tewksbury, MA, USA). 2,20-azobis(2-metylpropionamidin) dihydroklorid (AAPH), Folin-Ciocalteus fenolreagens, gallussyre, askorbinsyre, sopptyrosinase, og fluorescein-natrium ble anskaffet fra Sigma-Aldrich (St. Louis, MO, USA). Natriumkarbonat ble oppnådd fra Riedel-de Haën (Seelze, Tyskland). Til slutt ble kaliumferricyanid, natriumhydrogenfosfat og natriumdihydrogenfosfat oppnådd fra Showa Chemical (Tokyo, Japan).

3.2. Utarbeidelse av RPH

RPH-er ble fremstilt som tidligere beskrevet, bortsett fra at soppamylase ble tatt i bruk for å forsukre stivelsen i rismel, og unngå skade på aminosyrer forårsaket av bakterialamylasehydrolyse ved høye temperaturer [43,58]. Ett hundre gram rismel ble bløtlagt i 1000 ml destillert vann som inneholdt 0,5 prosent soppamylase (Genencor, NY, USA); blandingen ble deretter oppvarmet i 24 timer til 60 ◦C ( pH 4,2), hvoretter den fikk avkjøles til romtemperatur. Sentrifugering ble utført i 10 minutter ved 1968 x g for å fjerne den gjenværende supernatanten. Etter at 20- ganger vann og 2 ml 0,1 prosent hydrolytisk protease (Healthmate, Changhua, Taiwan) ble tilsatt til den uløselige delen, ble løsningen ristet og inkubert i 4 timer ved 55 ◦C. pH-stat-metoden ble brukt for å opprettholde løsningens pH på det optimale nivået, og 85 ◦C oppvarming ble deretter utført i 10 minutter for enzyminaktivering. Den gjenværende uløselige fraksjonen ble fjernet gjennom sentrifugering i 15 minutter ved 3075 x g. Lyofilisering ble utført på supernatanten, som deretter ble lagret ved -20 ◦C før bruk.

3.3. Antioksidantaktiviteter til RPH

3.3.1. Total fenolkonsentrasjon (TPC)

Folin-Ciocalteu-metoden for å oppdage TPC-en til RPH-er ble brukt [59]. Først ble 200 µL Folin-Ciocalteus fenolreagens (0,3M) blandet jevnt gjennom 5-min. risting med 200 µL RPH-løsning, og til denne blandingen ble 400 µL avionisert (DI) vann og 200 µL 10 prosent (w/v) natriumkarbonatløsning tilsatt. Den blandede løsningen gjennomgikk 60 min inkubering i mørke ved romtemperatur. Den ble deretter sentrifugert i 15 minutter ved 3000 rpm. Målingen brukte 100 µL supernatant. For å bestemme TPC (enhet: mg) av gallussyreekvivalenten (GAE) per gram tørr RPH-prøve (enhet: mg GAE/g RPH), ble de optiske absorbansdataene lagt inn til en standardkurve som representerer gallussyre. Absorbansen ble oppnådd ved 700 nm ved bruk av EpochMicroplate Spectrophotometer (BioTek, VT, USA).

3.3.2. Totalt flavonoidinnhold (TFC)

TFC ble oppnådd etter tilnærmingen til Wathoni et al. med mindre modifikasjoner [60]. Først ble 500 µL hver av prøven og 2 prosent (w/v) aluminiumkloridløsning blandet. Reaksjonsløsningen ble blandet grundig og fikk stå i 10 minutter, og absorbansen ved 415 nm ble evaluert. Resultatet er rapportert i mikrogram quercetin-ekvivalent (QE) per gram av den tørre RPH-prøven (µg QE/g RPHs).

cistanche kroppsbygging

3.3.3. DPPH Free Radical Scavenging Activity

Først ble 198 µM DPPH-etanolløsning (50 µL) og RPH-løsningen eller DI-vann (0,5 µL; henholdsvis prøven og kontrollen) blandet og deretter latt stå i 30 minutter i mørke ved romtemperatur. Løsningens absorbans ved 517 nm ble deretter oppnådd. Relativ renseaktivitet ble beregnet ved å bestemme absorbansforskjellen mellom prøven og kontrollen. Høy DPPH-fjernende aktivitet for frie radikaler ble reflektert av lav optisk absorbans. I RPH-løsningens DPPH-vurdering av frie radikaler som fjerner aktivitet, var standarden som ble brukt vitamin C [61–63].

3.3.4. Rensende aktivitet av ABTS frie radikaler

Tilnærmingen rapportert av Wu et al. ble brukt for å evaluere RPH-løsningens antioksidantaktivitet [64]. Først ble 7 mM ABTS stamløsning (250 µL) reagert med 2,45 mM kaliumpersulfat (250 µL) for å gi ABTS frie radikalkation (ABTS• pluss), mens blandingen ble beholdt i 16 timer ved 4 ◦C i mørke før den ble brukt. Etter ekvilibrering i mørke ved romtemperatur ble 0,1 M fosfatbufret saltvann (PBS; pH 7,4) brukt for å fortynne løsningen til 0,70 ± 0,02 absorbans ved 734 nm. Deretter ble 20 µL Trolox (positiv kontroll) eller RPH-løsningen (prøve) tilsatt til 180 µL fortynnet ABTS-løsning. Blandingen ble deretter utsatt for 10 min inkubering ved romtemperatur. Denne studien bestemte den optiske absorbansen ved 734 nm; lavere absorbans tilsvarte høyere ABTS-frie radikalfjernende aktivitet. Standarden som ble brukt for å vurdere RPH-løsningens ABTS-frie radikalfjernende aktivitet var antioksidanten Trolox.

3.3.5. Reduksjonskapasitet

Den ferri-reduserende antioksidanteffektanalysen ble brukt for å bestemme RPH-løsningens totale antioksidantaktivitet. Som rapportert av Lin et al. [29], RPH-løsningen (200 µL) ble jevnt blandet med 1 prosent (w/v) K3Fe(CN)6 og 0,2 M PBS-buffer (pH 6,6; 100 µL hver) I 20 minutter ble et 50 ◦C vannbad brukt for å varme blandingen; etter fjerning av blandingen fra badekaret ble den raskt avkjølt i 3 min. Deretter ble det utført en tilsetning av 10 prosent (w/v) trikloreddiksyre (100 µL) og 10-min sentrifugering ved 3000 rpm. Dette ble fulgt av ekstraksjon av supernatanten (400 µL) og dens jevne blanding med 0. 1 prosent (vekt/volum) FeCl3 (100 µL) og DI-vann (400 µL). Fe4[Fe(CN)6]3 ble oppnådd gjennom 10-min. reaksjon av denne blandingen i mørke. Deretter indikerte en høyere optisk absorbans (målt ved 700 nm) høyere reduksjonskapasitet. Standard vitamin C ble brukt til å bestemme innholdet av vitamin C-ekvivalent (VCE) per gram RPH.

3.3.6. Oxygen Radical Absorbance Capacity (ORAC)

Denne studien oppnådde ORAC ved å modifisere en tidligere rapportert metode [65]. Etter oppløsning av RPH-prøven i destillert vann, ble RPH-løsningen (50 µL) blandet med fluorescein (10 µM) i en 96-brønn mikrotiterplate. Løsningen gjennomgikk 15-min. inkubasjon ved 37 ◦C etterfulgt av tilsetning av 50 µL AAPH (500 mM). Hvert 5. minutt og over totalt 120 minutter ble fluorescensen registrert (henholdsvis λex og λem=485 og 528 nm). Antioksidantkapasiteten til RPH-er ble oppdaget fra fluorescensnedbrytningskinetikken ved å beregne arealet under kurven (AUC). ). Ved beregning av RPH ORAC var standarden 15–250 µM Trolox. ORAC er rapportert som mikromol Trolox-ekvivalent (TE) pergram tørr RPH-prøve (µmol TE/g RPH).

3.4. Hyaluronidase-hemmende aktivitet

Hyaluronidase-hemmingstesten ble utført med en {{0}}brønnmikroplate og en tidligere rapportert metode med små modifikasjoner [40]. N-acetylglukosamin ble frigjort ved å reagere hyaluronidase med HA-substratet. I nærvær av en inhibitor ble frigjøringen av N-acetylglukosamin redusert, og denne frigjøringen ble oppdaget ved å oppnå 600-nm-absorbansen. HA ble presipitert med sur albuminløsning sammensatt av 0,1 M acetatbuffer (pH 3,9) og bovint serumalbumin (1 mg/ml). Prøveløsningen og 5 mg/ml hyaluronidase gjennomgikk 20-min. inkubasjon ved 37 ◦C. Til inkubasjonsblandingen ble HA (1{{20}}0 µL; 5,0 mg/ml i 0,1 M acetatbuffer) deretter tilsatt. Videre inkubasjon ved 37 ◦C i 40 minutter ble utført. 0,1 ml 0,4 M alkalisk boratløsning ble tilsatt for å stoppe den enzymatiske reaksjonen.

3.5. Tyrosinase-hemmende aktivitet

Den nåværende studien evaluerte antityrosinaseaktiviteten til RPHs ved å bruke en tidligere rapportert protokoll med modifikasjoner [66]. En enzymløsning (135 U/ml) ble fremstilt ved å løse tyrosinase i 20 mM fosfatbuffer (pH 6,8). I tillegg ble DI-vann brukt for 1,25 mM L-DOPA-oppløsningsfremstilling. Deretter ble 40 µL forskjellige konsentrasjoner av RPH-prøveløsninger blandet med 40 µL tyrosinase-løsning og 120 µL L-DOPA-løsning. I 30 minutter ble denne blandingen holdt ved 37 ◦C i testen av RPHs hemming avtyrosinaseaktivitet. Et spektrofotometer (FLUOstar Omega MicroplateReader, BMG Labtech GmbH, Tyskland) ble brukt for å oppnå 475-nm-absorbansen. Alle målinger ble utført tre ganger. Absorbansen til den tilsvarende gruppen nårtyrosinaseikke var tilstede ble trukket fra. Enzyminhiberingshastigheten ble bestemt som

3.6. Karakterisering av RPH

3.6.1. Aminosyreprofiler

Denne studien oppdaget aminosyresammensetningen til RPH. Først, i 24 timer og ved 115 ◦C, ble 4 M metansulfonsyre brukt for å hydrolysere prøvene i evakuerte forseglede rør. To Waters 510 løsningsmiddelleveringssystemer og en aminosyreanalysator (L 8900; Hitachi, Tokyo, Japan) ble brukt for derivatisert aminosyreseparasjon på aSpherisorb ODS2-kolonne som målte 25 m × 64,6 mm. Denne studien benyttet følgende løsningsmidler: (a) natriumacetat (0,14 M) og trietylamin (850 µL/L; pH 5,6) og (b) 60 prosent acetonitril, for hvilken gradienten var 0 prosent i 2 minutter; 0–42 prosent i 15,5 minutter (konveks kurve); og 100 prosent i 4 minutter. Duplikatprøver ble tatt for måling av aminosyreprofiler ved 254 nm [67,68].

3.6.2. Molekylvekt (MW) av protein

I samsvar med Schäggers metode [69] og under reduserende forhold, oppnådde denne studien MW-fordelingen gjennom tricin-natriumdodecylsulfat (SDS) -polyakrylamidgelelektroforese (PAGE) med små modifikasjoner. En prøvebuffer (30 g/L SDS, 0.375 MTris-HCl, 0.125 g/L Coomassie Brilliant Blue G-250 og 75 g/ L glycerol; pH 7) ble brukt for å dispergere den frysetørkede prøven, med sentrifugering deretter utført før lasting. Totalt 20 µL 2-merkaptoetanol ble tilsatt til 1 ml av tricin-SDS-PAGE-prøven. Prøven ble oppvarmet til 100 ◦C i 90 s. En prøvebrønn ble fylt med hver prøve og Unstained Protein Standard Broad Range (Bio-Rad Laboratories, Tyskland) ved å bruke en mikrosprøyte. Elektroforese ble deretter utført - først ved en konstant 30 mV inntil hele prøven var inneholdt i stablingsgelen og deretter til fullføring ved en konstant 100 mV. Deretter ble 0,02 prosent Coomassie Brilliant Blue R-250-løsning påført for gelfarging. Absolutt bakgrunnsfarging av gelene ble utført ved å riste gelene i 10 prosent eddiksyre over natten. Til slutt ble gelbildet analysert for å identifisere proteinbåndene i banene; denne analysen ble utført i ImageJ (USNational Institutes of Health, Bethesda, MD, USA). Standardmarkører ble brukt for å oppnå en kalibreringskurve som MW ble estimert fra. Kort fortalt var det første trinnet å bestemme hvert bånds migrasjonslengde (Rf) fra toppen av skillegelen. Dette andre trinnet var beregningen av kalibreringskurven ved å bruke Rf og log (MW) for en standardmarkør med en gitt MW. MW-bestemmelse ble utført ved å bruke Rf av proteinbånd i RPH.

3.7. Cytotoksisitetsanalyse

Rå 264,7 celler ble dyrket i høyglukose Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) inneholdende 10 prosent føtalt bovint serum (FBS), 4,5 g/l glukose, 1 prosent antibiotikaoppløsning (100 enheter/ ml penicillin og 100 µg/ml streptomycin), 4 mM L-glutamin og 1,5 g/lnatriumbikarbonat ved 37 ◦C og 5 prosent CO2. Celletoksisiteten til rå 264.7 celler for RPH ble målt ved en 3-(4,5-dimetyltiazol-2-yl)-2,5 difenyl-tetrazoliumbromid (MTT)-proliferasjonsanalysemetode . Omtrent 1 × 104 celler per brønn ble sådd ut i 96-brønnplater. Etter 24 timer ble forskjellige konsentrasjoner av RPH (0–2000 µg/ml) tilsatt i cellene. Etter 24 og 48 timers inkubering ble 100 µL MTT-løsning (0,5 mg/ml) tilsatt. Blå formazankrystaller ble observert når de ble kontrollert under et mikroskop. DMEM ble fjernet og 100 µL dimetylsulfoksid (DMSO) ble tilsatt per brønn. Absorbansen ble målt ved hjelp av en mikrotiterplateleser. Cellelevedyktigheten (prosent) ble deretter beregnet som [A570 (behandlede celler) - A570 (bakgrunn)] / [A570 (ubehandlede celler) - A570 (bakgrunn)] × 100 prosent [70].

3.8. Statistisk analyse

Rapporten for hver hydrolysatprøve var gjennomsnittsverdien fra tre uavhengige gjentatte eksperimenter og bestemmelser. Resultater uttrykt i gjennomsnitt ± standardavvik (SD) ble analysert ved enveis ANOVA og Duncans post hoc-test ved bruk av StatisticalAnalysis System (versjon 20.0; SPSS, Armonk, NY, USA). Verdier på p < 0,05="" ble="" ansett="" for="" å="" være="" statistisk="">

4. Konklusjoner

Denne studien undersøkte funksjonene til RPH-er. Eksperimentelle resultater avslørte at RPH-er inneholdt fenoliske forbindelser og flavonoider og viste en rekke antioksidantaktiviteter, slik som DPPH- og ABTS-rensende aktiviteter, reduksjonskapasitet og ORAC. I tillegg hemmet RPHs effektivttyrosinaseog hyaluronidase-aktiviteter. Proteasen var en kritisk faktor som påvirket MW-mønstrene til RPH-er. Analysen av RPH-er indikerer deres potensiale for bruk som en ingrediens i kosmetikk.

cistanche kroppsbygging

Referanser

1. Ichihashi, M.; Ando, ​​H.; Yoshida, M.; Niki, Y.; Matsui, M. Fotoaldring av huden. Anti-aldring Med. 2009, 6, 46–59. [CrossRef]

2. Kim, J.-S.; Kim, D.; Kim, H.-J.; Jang, A. Beskyttelseseffekt av gelatinhydrolysater av eselhud på UVB-indusert fotoaldring av fibroblaster i menneskelig hud. Prosess. Biochem. 2018, 67, 118–126. [CrossRef]

3. Carocho, M.; Ferreira, IC En gjennomgang av antioksidanter, prooksidanter og relaterte kontroverser: Naturlige og syntetiske forbindelser, screening- og analysemetodologier og fremtidsperspektiver. Food Chem. Toxicol. 2013, 51, 15–25. [CrossRef]

4. Guo, X.; Zhang, J.; Kan.; Tian, ​​S. Optimalisering av begrenset hydrolyse av proteiner i risrester og karakterisering av produktenes funksjonelle egenskaper. J. Food Proc. Preserv. 2013, 37, 245–253. [CrossRef]

5. Park, H.-Y.; Lee, K.-W.; Choi, H.-D. Riskli-bestanddeler: Immunmodulerende og terapeutiske aktiviteter. Matfunksjon. 2017, 8 935–943. [CrossRef] [PubMed]

6. Zhou, K.; Canning, C.; Sun, S. Effekter av risproteinhydrolysater fremstilt av mikrobielle proteaser og ultrafiltrering på frie radikaler og kjøttlipidoksidasjon. LWT 2013, 50, 331–335. [CrossRef]

7. Piu', LD; Tassoni, A.; Serrazanetti, DI; Ferri, M.; Babini, E.; Tagliazucchi, D.; Gianotti, A. Utnyttelse av flytende biprodukt fra stivelsesindustrien for å produsere bioaktive peptider fra rishydrolyserte proteiner. Food Chem. 2014, 155, 199–206. [CrossRef]

8. Ferri, M.; Graen-Heedfeld, J.; Bretz, K.; Guillon, F.; Michelini, E.; Calabretta, MM; Lamborghini, M.; Gruarin, N.; Roda, A.;Kraft, A.; et al. Peptidfraksjoner oppnådd fra risbiprodukter ved hjelp av en miljøvennlig prosess viser in vitro helserelaterte bioaktiviteter. PLOS ONE 2017, 12, e0170954. [CrossRef]

9. Wen, C.; Zhang, J.; Zhang, H.; Duan, Y.; Ma, H. Planteproteinavledede antioksidantpeptider: Isolering, identifikasjon, virkningsmekanisme og anvendelse i matsystemer: En gjennomgang. Trender matvitenskap. Teknol. 2020, 105, 308–322. [CrossRef]

10. Phelan, M.; Aherne, A.; FitzGerald, RJ; O'Brien, NM Kasein-avledede bioaktive peptider: biologiske effekter, industriell bruk, sikkerhetsaspekter og regulatorisk status. Int. Dairy J. 2009, 19, 643–654. [CrossRef]

11. Udenigwe, CC; Aluko, RE Matproteinavledede bioaktive peptider: Produksjon, prosessering og potensielle helsefordeler. J. Food Sci. 2012, 77, 11–24. [CrossRef] [PubMed]

12. Fardet, A.; Rock, E. In vitro og in vivo antioksidantpotensial av melk, yoghurt, fermentert melk og oster: En narrativ gjennomgang av bevis. Nutr. Res. Rev. 2018, 31, 52–70. [CrossRef]

13. Leach, JB; Kathryn, AB; Charles, WPJ; Christine, ES Fototverrbundne hyaluronsyrehydrogeler: Naturlig, biologisk nedbrytbart vevsteknisk stillas. Bioteknologi. Bioeng. 2003, 82, 578–589. [CrossRef]

14. Jegasothy, SM; Zabolotniaia, V.; Bielfeldt, S. Effekten av en ny aktuell nano-hyaluronsyre hos mennesker. J. Clin. Aesthet.Dermatol. 2014, 7, 27–29.

15. Ndlovu, G.; Fouche, G.; Tselanyane, M.; Cordier, W.; Steenkamp, ​​V. In vitro-bestemmelse av antialdringspotensialet til medisinplanter i det sørlige Afrika. BMC-komplement. Altern. Med. 2013, 13, 304. [CrossRef]

16. Jiratchayamaethasakul, C.; Ding, Y.; Hwang, O.; Im, S.-T.; Jang, Y.; Myung, S.-W.; Lee, JM; Kim, H.-S.; Ko, S.-C.; Lee, S.-H. In vitro-screening av elastase-, kollagenase-, hyaluronidase- og tyrosinaseinhiberende og antioksidantaktiviteter av 22 halofyteplanteekstrakter for nye kosmetiske midler. Fisk. Aquat. Sci. 2020, 23, 1–9. [CrossRef]

17. Kang, M.; Park, S.-H.; Å, SW; Lee, SE; Yoo, JA; Nho, YH; Lee, S.; Han, BS; Cho, JY; Lee, J. Anti-melanogene effekter av resorcinol er mediert av undertrykkelse av cAMP-signalering og aktivering av p38 MAPK-signalering. Biosci. Bioteknologi. Biochem.2018, 82, 1188-1196. [CrossRef]

18. Chatatikun, M.; Yamauchi, T.; Yamasaki, K.; Aiba, S.; Chiabchalard, A. Antimelanogen effekt av Croton roxburghii og Crotonsublyratus blader i -MSH stimulerte B16F10 celler. J. Tradit. Komplement. Med. 2019, 9, 66–72. [CrossRef] [PubMed]

19. Rizzello, CG; Nionelli, L.; Coda, R.; Gobbetti, M. Synthesis of the Cancer Preventive Peptide Lunasin by Lactic Acid Bacteria Under surdeigsgjæring. Nutr. Kreft 2012, 64, 111–120. [CrossRef] [PubMed]

20. Rizzello, CG; Tagliazucchi, D.; Babini, E.; Rutella, GS; Saa, DLT; Gianotti, A. Bioaktive peptider fra vegetabilske matmatriser: Forskningstrender og nye bioteknologier for syntese og utvinning. J. Funksjon. Foods 2016, 27, 549–569. [CrossRef]

21. Coscueta, ER; Campos, DA; Osório, H.; Nerli, BB; Pintado, M. Enzymatisk soyaproteinhydrolyse: Et verktøy for biofunksjonell produksjon av matingredienser. Food Chem. X 2019, 1, 100006. [CrossRef]

22. Aydemir, LY; Yemenicioglu, A. Er proteinbundne fenoliske antioksidanter i usett belgfrukter en del av isfjellet? J. Plant. Biochem.Physiol. 2013, 1, 1–3. [CrossRef]

23. Huang, SH; Ng, LT Kvantifisering av polyfenolinnhold og bioaktive bestanddeler av noen kommersielle risvarianter i Taiwan. J. Food Compos. Anal. 2012, 26, 122–127. [CrossRef]

24. Yoshitomi, K.; Taniguchi, S.; Tanaka, K.; Uji, Y.; Akimitsu, K.; Gomi, K. Rice terpene synthase 24 (OsTPS24) koder for en jasmonatresponsiv monoterpensyntase som produserer en antibakteriell -terpinen mot rispatogen. J. Plant. Physiol. 2016, 191 120–126. [CrossRef]

25. Kamolsukyeunyong, W.; Sukhaket, W.; Pitija, K.; Thorngkham, P.; Mahatheeranont, S.; Toojinda, T.; Vanavichit, A. RiceSesquiterpene spiller viktige roller i antixenose mot brun plantehopper i ris. Plants 2021, 10, 1049. [CrossRef][PubMed]

26. Liu, Y.; Wang, Z.; Li, H.; Liang, M.; Yang, L. In vitro antioksidantaktivitet av risprotein påvirket av alkalisk grad og gastrointestinal proteasefordøyelse. J. Sci. Food Agric. 2016, 96, 4940–4950. [CrossRef] [PubMed]

27. Phongthai, S.; D'Amico, S.; Schoenlechner, R.; Homthawornchoo, W.; Rawdkuen, S. Fraksjonering og antioksidantegenskaper av riskliproteinhydrolysater stimulert av in vitro gastrointestinal fordøyelse. Food Chem. 2018, 240, 156–164. [CrossRef][PubMed]

28. Huang, S.-L.; Wang, W.-H.; Zhong, X.-Y.; Lin, C.-T.; Lin, W.-S.; Chang, M.-Y.; Lin, Y.-S. Antioksidantegenskaper til Jatropha curcas L. Seed Shell and Kernel Extracts. Appl. Sci. 2020, 10, 3279. [CrossRef]

29. Lin, Y.-S.; Lin, W.-S.; Tung, J.-W.; Cheng, Y.-C.; Chang, M.-Y.; Chen, C.-Y.; Huang, S.-L. Antioksidantkapasiteten til Jujube FruitSeeds og Peel Pulp. Appl. Sci. 2020, 10, 6007. [CrossRef]

30. Shahi, Z.; Sayyed-Alangi, SZ; Najafian, L. Effekter av enzymtype og prosesstid på hydrolysegrad, elektroforesebånd og antioksidantegenskaper til hydrolyserte proteiner avledet fra avfettet Bunium persicum Bioss. pressekake. Heliyon 2020, 6,e03365. [CrossRef] [PubMed]

31. Xie, H.; Huang, J.; Woo, MW; Hu, J.; Xiong, H.; Zhao, Q. Effekt av deaktivering av kalde og varme enzymer på de strukturelle og funksjonelle egenskapene til hydrolysater av risdregprotein. Food Chem. 2021, 345, 128784. [CrossRef]

32. Rani, S.; Pooja, K.; Pal, GK Utforskning av risproteinhydrolysater og peptider med spesiell referanse til antioksidantpotensial: Beregningsbaserte tilnærminger for bestemmelse av bioaktivitet. Trender matvitenskap. Teknol. 2018, 80, 61–70. [CrossRef]

33. Bisby, RH; Brooke, R.; Navaratnam, S. Effekt av antioksidantoksidasjonspotensial i oksygenradikalabsorpsjonskapasitet (ORAC)-analysen. Food Chem. 2008, 108, 1002–1007. [CrossRef]

34. Elias, RJ; Kellerby, SS; Decker, E. Antioksidantaktivitet av proteiner og peptider. Crit. Rev. Food Sci. Nutr. 2008, 48, 430–441.[CrossRef] [PubMed]

35. Min, Y.; Li-Chan, E.; Jiang, B. (Red.) Bioaktive proteiner og peptider som funksjonell mat og næringsmidler; Wiley-Blackwell:Hoboken, NJ, USA, 2010; s. 29–42.

36. Adebiyi, AP; Adebiyi, AO; Yamashita, J.; Ogawa, T.; Muramoto, K. Rensing og karakterisering av antioksidative peptider avledet fra riskliproteinhydrolysater. Eur. Mat Res. Teknol. 2008, 228, 553–563. [CrossRef]

37. Thamnarathip, P.; Jangchud, K.; Nitisinprasert, S.; Vardhanabhuti, B. Identifikasjon av peptidmolekylvekt fra riskliproteinhydrolysat med høy antioksidantaktivitet. J. Cereal Sci. 2016, 69, 329–335. [CrossRef]

38. Tacias-Pascacio, VG; Morellon-Sterling, R.; Siar, E.-H.; Tavano, O.; Berenguer-Murcia, Á.; Fernandez-Lafuente, R. Bruk av Alcalasein produksjon av bioaktive peptider: En gjennomgang. Int. J. Biol. Macromol. 2020, 165, 2143–2196. [CrossRef] [PubMed]

39. Sarringkarin, W.; Laokuldilok, T. Optimalisering av produksjonsbetingelsene for glutinøst riskliproteinhydrolysat med antioksidative egenskaper. CMU J. Nat. Sci. 2017, 16, 1–18. [CrossRef]

40. Zhang, Q.; Tong, X.; Qi, B.; Wang, Z.; Li, Y.; Sui, X.; Jiang, L. Endringer i antioksidantaktivitet av Alcalase-hydrolysert soyabønnehydrolysat under simulert gastrointestinal fordøyelse og transepitelial transport. J. Funksjon. Matvarer 2018, 42, 298–305. [CrossRef]

41. Tu, PTB; Tawata, S. Anti-oksidant, anti-aldring og anti-melanogene egenskaper av essensielle oljer fra to varianter av Alpinia zerumbet. Molecules 2015, 20, 16723–16740. [CrossRef]

42. Nishida, Y.; Sugahara, S.; Wada, K.; Toyohisa, D.; Tanaka, T.; Ono, M.; Yasuda, S. Hemmende effekter av etylacetatekstraktet fra pærer av Scilla scilloides på lipoksygenase- og hyaluronidaseaktiviteter. Pharm. Biol. 2014, 52, 1351–1357. [CrossRef]

43. Chen, H.-J.; Dai, F.-J.; Fan, S.-L.; Huang, Y.-C.; Chau, C.-F.; Lin, Y.-S.; Chen, C.-S. Kinetikk av hyaluronidasehemming av ris(Oryza sativa L.) Proteinhydrolysat. Appl. Sci. 2020, 10, 9087. [CrossRef]

44. Girish, K.; Kemparaju, K. Det magiske limet hyaluronan og dets viskelær hyaluronidase: En biologisk oversikt. Life Sci. 2007, 80,1921–1943. [CrossRef] [PubMed]

45. Zolghadri, S.; Bahrami, A.; Khan, MTH; Munoz-Munoz, J.; Garcia-Molina, F.; Garcia-Canovas, F.; Saboury, AA En omfattende oversikt over tyrosinasehemmere. J. Enzym. Inhib. Med. Chem. 2019, 34, 279–309. [CrossRef] [PubMed]

46. ​​Seo, EJ; Hong, ES; Choi, MH; Kim, KS; Lee, SJ Antioksidant- og hudblekende effekter av Rhamnus yoshinoi-ekstrakter. koreansk J. Food Sci. Teknol. 2010, 42, 750–754.

47. Ochiai, A.; Tanaka, S.; Tanaka, T.; Taniguchi, M. Rice Bran Protein som en potent kilde til antimelanogene peptider med tyrosinaseinhibitorisk aktivitet. J. Nat. Prod. 2016, 79, 2545–2551. [CrossRef] [PubMed]

48. Kubglomsong, S.; Theerakulkait, C.; Reed, RL; Yang, L.; Maier, CS; Stevens, JF Isolering og identifisering av tyrosinaseinhiberende og kobberchelaterende peptider fra hydrolysert ris-kli-avledet albumin. J. Agric. Food Chem. 2018, 66, 8346–8354.[CrossRef]

49. Schurink, M.; van Berkel, WJ; Wichers, H.; Boeriu, CG Nye peptider med tyrosinaseinhiberende aktivitet. Peptider 2007, 28.485–495. [CrossRef]

50. Ishikawa, M.; Kawase, I.; Ishii, F. Kombinasjon av aminosyrer reduserer pigmentering i B16F0 melanomceller. Biol. Pharm.Bull. 2007, 30, 677–681. [CrossRef] [PubMed]

51. Zhang, R.; Wei, Y.; Li, M.; Cai, M.; Gu, R.; Kan.; Chen, L.; Wang, J. Melanogenese effekter av risproteinhydrolysat og dets karakteristiske peptider Leu-Leu-Lys, Leu-Pro-Lys og pyroGlu-Lys på UVB-induserte humane epidermale melanocyttceller. FoodFunct. 2020, 11, 8757–8767. [CrossRef]

52. Wang, Y.; Cai, D.; Han, M.; Wang, Z.; Qin, P.; Tan, T. Åpen fermentativ produksjon av l-melkesyre ved bruk av hvit riskli ved samtidig sakkarifisering og fermentering. Bioressur. Teknol. 2015, 198, 664–672. [CrossRef] [PubMed]

53. Pan, M.; Jiang, TS; Pan, JL Antioksidantaktiviteter av rapsproteinhydrolysater. Mat bioprosess. Teknol. 2009, 4, 1144–1152.[CrossRef]

54. Chen, HM; Muramoto, K.; Yamauchi, F.; Nokihara, K. Antioksidantaktivitet til utformede peptider basert på det antioksidative peptidet isolert fra fordøyelser av et soyaprotein. J. Agric. Food Chem. 1996, 44, 2619–2623. [CrossRef]

55. Liu, Q.; Kong, B.; Xiong, YL; Xia, X. Antioksidantaktivitet og funksjonelle egenskaper til plasmaproteinhydrolysat fra svin påvirket av graden av hydrolyse. Food Chem. 2010, 118, 403–410. [CrossRef]

56. Lemes, A.; Sala, L.; Ores, JDC; Braga, ARC; Egea, MB; Fernandes, KF En gjennomgang av de siste fremskrittene innen krypterte bioaktive peptider fra proteinrikt avfall. Int. J. Mol. Sci. 2016, 17, 950. [CrossRef] [PubMed]

57. Wang, J.-S.; Zhao, M.-M.; Zhao, Q.-Z.; Jiang, Y.-M. Antioksidantegenskaper til papainhydrolysater av hvetegluten i forskjellige oksidasjonssystemer. Food Chem. 2007, 101, 1658–1663. [CrossRef]

58. Gao, M.-T.; Kaneko, M.; Hirata, M.; Toorisaka, E.; Hano, T. Utnyttelse av riskli som næringskilde for fermentativ melkesyreproduksjon. Bioressur. Teknol. 2008, 99, 3659–3664. [CrossRef] [PubMed]

59. Huang, WY; Lin, YR; Ho, RF; Liu, HY; Lin, YS Effekter av vannløsninger på utvinning av grønne teblader. Sci. World J. 2013,2013, 368350. [CrossRef]

60. Wathoni, N.; Shan, CY; Shan, WY; Rostinawati, T.; Indradi, RB; Pratiwi, R.; Muchtaridi, M. Karakterisering og antioksidantaktivitet av pektin fra indonesisk mangostan (Garcinia mangostana L.) skall. Heliyon 2019, 5, e02299. [CrossRef]

61. Tsai, C.-C.; Chan, C.-F.; Huang, W.-Y.; Lin, J.-S.; Chan, P.; Liu, H.-Y.; Lin, Y.-S. Anvendelser av Lactobacillus rhamnosus SpentCulture Supernatant i kosmetisk antioksidasjon, bleking og fuktighetsbevaring. Molecules 2013, 18, 14161–14171.[CrossRef]

62. Huang, W.-Y.; Lee, P.-C.; Hsu, J.-C.; Lin, Y.-R.; Chen, H.-J.; Lin, Y.-S. Effekter av vannkvalitet på oppløsning av Yerba Mate ExtractPowders. Sci. World J. 2014, 2014, 1–6. [CrossRef] [PubMed]

63. Chan, C.-F.; Wu, C.-T.; Huang, W.-Y.; Lin, W.-S.; Wu, H.-W.; Huang, T.-K.; Chang, M.-Y.; Lin, Y.-S. Antioksidasjon og melanogenese Hemming av forskjellige Dendrobium tosaense-ekstrakter. Molecules 2018, 23, 1810. [CrossRef] [PubMed]64. Wu, C.-T.; Agrawal, DC; Huang, W.-Y.; Hsu, H.-C.; Yang, S.-J.; Huang, S.-L.; Lin, Y.-S. Funksjonalitetsanalyse av brukte kaffemalte ekstrakter oppnådd ved den hydrotermiske metoden. J. Chem. 2019, 2019, 1–8. [CrossRef]

65. Dorta, E.; Rodríguez-Rodríguez, EM; Jiménez-Quezada, A.; Fuentes-Lemus, E.; Speisky, H.; Lissi, E.; López-Alarcón, C. Bruk av Oxygen Radical Absorbance Capacity (ORAC) analysen for å forutsi kapasiteten til mango (Mangifera indica L.) biprodukter for å hemme kjøttproteinoksidasjon. Mat Anal. Metoder 2016, 10, 330–338. [CrossRef]

66. Lin, Y.-S.; Chen, H.-J.; Huang, J.-P.; Lee, P.-C.; Tsai, C.-R.; Hsu, T.-F.; Huang, W.-Y. Kinetikk av tyrosinaseinhiberende aktivitet ved bruk av Vitis vinifera bladekstrakter. BioMed Res. Int. 2017, 2017, 5232680. [CrossRef] [PubMed]

67. Bidlingmeyer, BA; Cohen, SA; Tarvin, TL Rask analyse av aminosyrer ved bruk av pre-kolonne derivatisering. J. Chromatogr. BBiomed. Sci. Appl. 1984, 336, 93–104. [CrossRef]

68. Asai, TT; Oikawa, F.; Yoshikawa, K.; Inoue, N.; Sato, K. Matavledede kollagenpeptider, Prolyl-Hydroxyproline (Pro-Hyp) og Hydroxyprolyl-Glycin (Hyp-Gly) Forbedrer veksten av primærdyrket musehudfibroblast ved å bruke føtalt bovint serum fri for hydroksyprolylpeptid. Int. J. Mol. Sci. 2019, 21, 229. [CrossRef]

69. Schägger, H. Tricine–SDS–SIDE. Nat. Protoc. 2006, 1, 16–22. [CrossRef]

70. Diao, J.; Chi, Z.; Guo, Z.; Zhang, L. Mung-bønneproteinhydrolysat modulerer immunresponsen gjennom NF-kB-veien inlipopolysakkarid-stimulerte RAW 264.7-makrofager. J. Food Sci. 2019, 84, 2652–2657.[CrossRef]