Mononatriumglutamat induserer endringer i lever- og nyremetabolske profiler og tarmmikrobiom hos Wistar-rotter
Feb 22, 2022
Abstrakt:Kort- og langtidsforbruket av mononatriumglutamat (MSG) øker pH i urinen, men effektene på metabolske veier i leveren, nyre og tarmmikrobiotaen forblir ukjent. For å løse dette problemet undersøkte vi voksne Wistar-hannrotter som ble tildelt drikkevann med eller uten 1 g prosent MSG i 2 uker (n=10, hver). Vi utførte en Nuclear Magnetic Resonance (NMR) spektroskopi-basert metabolomisk studie av jejunum,lever, ognyrer, mens avføringsprøver ble samlet for bakteriell DNA-ekstraksjon for å undersøke tarmmikrobiotaen ved bruk av 16S rRNA-gensekvensering. Vi observerte betydelige endringer ileverav MSG-behandlede rotter sammenlignet med kontroller i nivåene av glukose, pyridoksin, leucin, isoleucin, valin, alanin, kynurenat og nikotinamid. Blantnyremetabolitter, nivået av trimetylamin (TMA) ble økt, og pyridoksin ble redusert etter MSG-behandling. Sekvensering av 16S rRNA-genet avslørte at MSG-behandlede rotter hadde økt Firmicutes, tarmbakteriene assosiert med TMA-metabolisme, sammen med reduserte Bifidobacterium-arter. Dataene våre støtter innvirkningen av MSG-forbruk påleverognyremetabolisme. Basert på endringer i tarmmikrobiomet, spekulerer vi i at TMA og dets metabolitter som trimetylamin-N-oksid (TMAO) kan være mediatorer av effekten av MSG pånyrehelse.
Nøkkelord:mononatriumglutamat; tarmmikrobiota; metabolsk vei; metabolomics; mikrobiom; trimetylamin; Nyre; Lever
IntroduksjonMononatriumglutamat (MSG) tilsettes ofte til mat for å øke smaken, spesielt i asiatisk mat og industrielt bearbeidet mat [1]. MSG anses som en trygg ingrediens for konsum uavhengig av mengden av Food and Drug Administration (FDA) [2] til tross for nyere data som viser at gjennomsnittlig daglig MSG-inntak er 3–4 g og at hvert ekstra gram MSG øker risikoen å utvikle metabolsk syndrom [3]. Forhøyede mengder MSG i kosten er assosiert med overvekt [4,5] og hypertensjon [6], men resultatene er inkonsistente [7,8].
Det er gjort forsøk på å avsløre effekten av MSG på metabolske organer hos dyr ved enten parenteralt [9,10] eller oralt inntak [11,12]. I en av slike forsøk på å undersøke effekten av MSG hos rotternyrer, viste resultatene at både kort- [13] og langsiktig [11] MSG-forbruk forårsaket alkalisk urin hos rotter, selv om mekanismen for urinalkalisering ikke er etablert. Metabolomics er en vanlig tilnærming for å definere endringene i metabolitter fra ulike tilstander [14,15]. Det kortsiktige MSG-forbruket forårsaket spesifikke endringer i urinmetabolitter inkludert dimetylamin (DMA) og metylamin (MA), som er tarmavledede metabolitter fra trimetylamin (TMA). TMA er et flyktig kortkjedet alifatisk amin som gir den karakteristiske fiskelukten. Faktisk produserer tarmbakteriene TMA fra diettfisk, eller den kan genereres fra andre næringsstoffer, inkludert kolin og karnitin, som er rikelig i egg og rødt kjøtt [16]. Størstedelen av TMA omdannes enzymatisk til det luktfrie trimetylamin-N-oksidet (TMAO), og høye plasmanivåer av TMAO er assosiert med kardiovaskulær sykdom (CVD) [17], kronisknyresykdom(CKD) [18] og diabetes [19].
Vi har her benyttet oss av metabolomiske verktøy for å undersøke effekten av kortsiktig MSG-forbruk på metabolomet til plasma,lever,nyreog tarm, og analyserte korrelasjonen mellom metabolomiske resultater og endringene i tarmmikrobiotaen. Dataene våre kan gi ny mekanistisk innsikt i effekten av kostholds-MSG, samtidig som de demonstrerer biomarkører for MSG-indusert organskade.
Materialer og metoder
DyrTjue 6-uker gamle Wistar-hannrotter (vekt ca. 200 g) ble hentet fra National Laboratory Animal Center (Mahidol University, Salaya, Bangkok, Thailand), akklimatisert i individuelle metabolske bur av rustfritt stål i 2 uker, og deretter opprettholdt under en standardtilstand med temperatur (23 ± 2 ◦C), fuktighet (30–60 prosent) og lysstyrke (350–400 lux) på 12 timers mørke/12 timers lyssyklus. Rotter ble utstyrt med en kommersiell pelletdiett nr. CP 082 (Perfect Companion Group, Bangkok, Thailand) under studien. Alle eksperimentene ble utført etter retningslinjene fra Northeast Laboratory Animal Center (NELAC), Khon Kaen University, Thailand. Studien ble dessuten godkjent av Animal Ethics Committee ved Khon Kaen University, Thailand (AEKKU-NELAC5/2558).
ReagenserRen matvarekvalitet (99 prosent) MSG (Ajinomoto, Tokyo, Japan) ble brukt til å mate dyrene. Metanol og kloroform av kommersiell kvalitet ble kjøpt fra RCI LABSCAN LIMITED (Bangkok, Thailand) for vevekstraksjon, vann av LC-MS-kvalitet ble kjøpt fra Merck (Darmstadt, Tyskland), kaliumdihydrogenfosfat (KH2PO4) og deuteriumoksid (D2O) ble kjøpt fra Merck (Darmstadt, Sveits), natriumazid (NaN3) ble produsert av European Chemicals Agency (ECHA, Helsinki, Finland), natriumtrimetylsilyl-[2,2,3,3-2H4]-propionat (TSP) , en intern standard for NMR-analyse, ble hentet fra Santa Cruz Biotechnology (Santa Cruz CA, USA). For massespektrometri ble isopropanol (C3H8O) og maursyre (CH2O2) av kommersiell kvalitet kjøpt fra RCI LABSCAN LIMITED (Bangkok, Thailand).
Eksperimentelt designRotter ble tilfeldig tildelt drikkevann enten med (n=10) eller uten (n=10) 1 g prosent MSG i 2 uker. Omvendt osmose (RO) vann ble brukt (klorkonsentrasjon på 3–4 ppm) til dyrestudiet da alle rottene hadde fri tilgang til mat. Daglig inntak av vann (ml) og mat (g) ble registrert, samt ukentlig kroppsvekt (g). De 24 utskillelsene (ml/rotte/dag) ble registrert gjennom hele studieperioden. Blodprøver fra avføring og hale (100 µL plasma) ble samlet 2 uker før ofring av dyr ved bruk av karbondioksid (CO2) etter en 12- timers faste. vevsprøver, dvs. jejunum,leverognyre,ble samlet og hurtigfryst i flytende nitrogen før de ble lagret ved t80 ◦C til de ble brukt til analyse.
Prøveforberedelse og analyseHvert vev (100 mg våt masse) ble brukt til metabolittekstraksjon i henhold til de tidligere publiserte protokollene [20]. Før NMR-innsamling ble den polare fasen av vevsekstrakter resuspendert i en NMR-buffer på 580 µL (100 mM natriumfosfatbuffer, pH 7,4, i D2O, inneholdende 0,1 mM TSP og 0,2 prosent NaN3), vortekset kort og sentrifugert ved 12,000× g i 5 minutter ved 4 ◦C. Deretter ble 550 µL av blandingen overført til et NMR-glassrør (Duran Group, Mainz, Tyskland) med en ytre diameter på 5 mm før NMR-analyse. Omtrent 250 mg avføring ble blandet med 500 µL vann av HPLC-grad (Merck, Darmstadt, Tyskland) og homogenisert ved bruk av en virvelblander med hastigheten 2500 rpm i 15 minutter ved romtemperatur. Avføringssuspensjonen ble deretter sentrifugert ved 12, 000 x g i 15 minutter ved 4 ◦C og 540 µL supernatant ble overført til rene 1,5 ml mikrorør og 60 µL NMR-buffer (1,5 M KH2PO4-buffer, pH 7,4) , i D2O, inneholdende 2 mM TSP og 1 prosent NaN3) ble tilsatt. Deretter ble rørene virvlet kort, sentrifugert ved 12, 000 x g i 10 minutter, og til slutt ble 580 µL av blandingen overført til et 5 mm ytre diameter NMR glassrør for analyse.
Vevsekstrakter og fekale prøver ble analysert ved å bruke en 400 MHz NMR-spektrometer (Bruker Biospin, Rheinstetten, USA) ved en temperatur på 298,15 K. Spektrene ble referert til TSP-toppen (δ1H { {14}}.00), faset og baseline korrigert ved hjelp av MATLAB (Mathworks, Natrick, MA USA). Signalet til TSP-topp (δ1H H1.000–0,005) fra alt vev og TSP-topp (δ1H H1.20–0,157) fra feces ble fjernet. I tillegg ble vanntoppen fjernet fra jejunum (δ1H 4,50 og 5,20),lever(δ1H 4,68 og 5.00),nyre(δ1H 4,31 og 5,74) og feces (δ1H 4,18 og 5,23). Dessuten ble råspektre utsatt for toppjustering og normalisering [21]. Spektraldataene til alle prøvene ble analysert ved bruk av uovervåket hovedkomponentanalyse (PCA) og overvåket ortogonal signalkorreksjonsprojeksjon til latent strukturdiskriminerende analyse (O-PLS-DA). Dataene var gjennomsnittssentrert og skalert med enhetsvarians (UV). O-PLS-DA-modellene blir evaluert av R2X-, R2Y- og Q2Y-verdiene, som representerer henholdsvis fifitness, brøkdel av variansen til Y-matrisen og prognoseevnen til modellen [22]. For å unngå overtilpasning ble 7-fold kryssvalidering utført for 500 repetisjoner. Permutasjons p-verdi ble brukt for å indikere modellens validitet. Signifikante variabler for hver gyldig modell ble valgt gjennom O-PLS-DA-korrelasjonskoeffisienter med Benjamini-Hochberg-korreksjon for falsk oppdagelse (p < 0,05).="" statistisk="" totalkorrelasjonsspektroskopi="" (stocsy)="" [23],="" interne="" kjemiske="" skiftdatabaser="" og="" human="" metabolome="" database="" (hmdb="" versjon="" 4,="" usa)="" [24]="" ble="" brukt="" for="">
Baneanrikningsanalyse ble også utført ved å bruke MetaboAnalyst (http://www. metaboanalyst.ca/ (tilgang 14. juli 2020)) [25]. Den metabolske veiillustrasjonen ble generert av Cytoscape [26]. Endringer i metabolitter ble identifisert av STOCSY og univariat analyse ble utført ved å undersøke den relative konsentrasjonen av signifikant differensielle metabolitter, beregne integrasjonen av spektratopper. I henhold til p-verdien beregnet av studentens t-test ved bruk av GraphPad Prism 7 (ver. 7, GraphPad Software, Inc., La Jolla, CA, USA).
Plasmaprøveforberedelse for UHPLC-ESI-QTOF-MS-analysePlasma (50 µL) ble blandet med 150 µL isopropanol (IPA), etterfulgt av 24- timers inkubering ved 20 ◦C for å utfelle proteinet. Alle prøvene ble sentrifugert to ganger ved 13,000× gat 4 ◦C i 10 min. Totalt 50 µL ble tatt fra hver prøve og samlet i et 1,5 mL mikrosentrifugerør for å konstruere en kvalitetskontroll (QC) prøve, og 120 µL av hver prøveblanding ble overført til en HPLC glassinnsats.
UHPLC-ESI-QTOF-MS AnalyseUHPLC-ESI-QTOF-MS-analyse ble brukt ved Khon Kaen University International Phenome Laboratory (KKUIPL). De vandige faseekstraktene av prøvene ble analysert på en omvendt faseplattform. Separasjonsdelen ble utført ved bruk av et UHPLC-system (Bruker, Darmstadt, Tyskland) når Bruker intensitet solo HPLC C18 2.1 × 100 mm, 2 µm kolonne (Bruker, Darmstadt, Tyskland) ble brukt. Kolonnetemperaturen ble satt til 55 ◦C og autosampler-temperaturen ble satt til 4 ◦C. Mobil fase A var 10{{20}} prosent vann av HPLC-kvalitet med 0,1 prosent maursyre (FA), og mobil fase B var 10 {{30}} prosent metanol med 0,1 prosent FA. Strømningshastigheten ble satt til 0,4 mL/min og elueringsgradienten ble satt til –99,9 prosent A (0.{{40}}–2.{{46 }} min, 0,25 mL/min), 99,9–75 prosent A (2.0–10.0 min, 0. 4 mL/min), 2{{60}} prosent A (10,0–12,0 min, 0,4 mL/min), 10 prosent A (12,0–21,0 min, 0,4 mL/ min), 0,1 prosent A (21,0–23,0 min, 0,4 ml/min), 99,9 prosent A (24,0–26,0 min, 0,4 ml/min). Et prøveinjeksjonsvolum på 4 µL ble brukt for både positiv og negativ ioniseringspolaritetsmodus.
Massespektrometrianalyser ble utført ved bruk av et kompakt ESI-Q-TOF-system (Bruker, Darmstadt, Tyskland). Natriumformiat (HCOONa) inneholdende 2 mM natriumhydroksid, 0,1 prosent FA og 50 prosent IPA ble direkte injisert som en ekstern kalibrator med strømningshastighet på 0,5 µL/min. Tilstanden i positiv ioniseringspolaritetsmodus – masseområde 50–1300 m/z, kjeglespenning 31 V, kapillærspenning 4500 V, kildetemperatur 220 ◦C, desolvasjonstemperatur 220 ◦C, desolvasjonsgassstrøm 8 L/min. Betingelsene for negativ ioniseringspolaritetsmodus – m/z-område: 50–900 m/z, kjeglespenning 31 V, kapillærspenning 4500 V, kildetemperatur 220 ◦C, desolvasjonstemperatur 220 ◦C, desolvasjonsgassstrøm 8 L/min.
Analyse av tarmmikrobiomDNA ble ekstrahert ved å bruke QiAamp® PowerFecal® Pro DNA-settet (Qiagen, Hilden, Tyskland). Ekstrahert DNA ble målt ved OD 260/280 ved bruk av et Nanodrop2000c spektrofotometer (Thermo scientific, Waltham, MA, USA). Alt ekstrahert DNA ble bevart ved t20 ◦C frem til analyser. V3-V4-regionen til 16S ribosomalt RNA (rRNA)-genet for hver prøve ble amplifisert ved å bruke den universelle foroverprimeren V3 (50-CCTACGGGNGG CWGCAG-30) og den reverserte primeren V4 ({ {11}}GACTACHVGGGTATCTAATCC-30). PCR-reaksjonen besto av 2x KAPA HiFi HotStart ReadyMix, 12,5 ng DNA-template og 5 µM av hver primer, med initial denaturering ved 95 ◦C i 3 minutter etterfulgt av 25 sykluser med denaturering ved 95 ◦C i 30 s, annealing ved 55 C i 30 s, forlengelse ved 72 ◦C i 30 s, og siste forlengelse ved 72 ◦C i 10 min. En Agilent DNA 1000 Chip og Agilent 2100 Bioanalyzer (Agilent Technologies, Palo Alto, CA, USA) ble kombinert for å kvantifisere det amplifiserte produktet. PCR-amplikoner ble renset ved å bruke AMPure XP-kuler for å rense. Det delvise 16S rRNA-genet ble sekvensert ved å bruke Illumina MiSeq-plattformen (Illumina Inc., San Diego, CA, USA).
16S rRNA-sekvenseringsbiblioteket ble utarbeidet ved bruk av genomisk DNA (gDNA), og matchende parede endesekvenser ble slått sammen ved bruk av FLASH (http://ccb.jhu.edu/software/ FLASH/ (åpnet 29. juni 2020)) [27] . Kvalitetsfifiltrering fjernet sekvenser som inneholdt avlesninger av lav kvalitet og ble utført ved bruk av CD-HIT-OTU (http://weizhong-lab.ucsd.edu/ cd-hit-otu (åpnet 29. juni 2020)) [28] og rDnaTools pakke. OTU-er (Operational taxonomic units) ble klassifisert med 97 prosent terskelidentitet ved bruk av UCLUST-algoritme basert på 100 prosent likhet. Sekvenser som deler Større enn eller lik 97 prosent likhet ble tildelt samme OTU. Representative OTU-sekvenser ble justert og ble taksonomisk klassifisert ved bruk av Ribosomal Database Project (RDP) og ble sammenlignet med referanse-NCBI-databasene. Klassifiseringen er basert på Green genes-databasen (http://greengenes.lbl. gov/ (åpnet 29. juni 2020)). Utdata fra en klassifisering av lesninger på flere taksonomiske nivåer – rike, filum, klasse, orden, familie, slekt og arter ved bruk av Quantitative Insights Into Microbial Ecology (QIIME) [29].
Statistisk analyseDen statistiske analysen av mat- og vanninntaket, urinvolum og kroppsvekt ble rapportert som gjennomsnitt ±SD per gruppe dyr, og forskjellene mellom gruppene ble sammenlignet for statistisk signifikans ved Students t-test med p-verdi < {{2} }.05 anses som statistisk signifikant.
Resultater
PÅVIRKNING av MSG på mat- og vanninntak, kroppsvekt og urinvolumMSG-behandlede rotter og kontrollrotter hadde tilsvarende mengde matinntak (henholdsvis 17,44 ± 1,94 og 18,46 ± 1,37 g/rotte/dag) (Figur 1A) og kroppsvekt (henholdsvis 333,58 ± 17,23 og 333,80 ± 15,50 g)/rotte (Figur 1B). Imidlertid var vanninntaket betydelig høyere hos MSG-behandlede rotter (52,38 ± 18,36 ml/dag) sammenlignet med kontroller (38,38 ± 8,39 ml/dag) (Figur 1C). I både MSG-behandlede og kontrollgruppene hadde urinmengden en tendens til å øke med tiden, selv om en signifikant økning bare ble sett hos MSG-behandlede rotter (15,42 ± 3,92 ml/rotte/dag ved forbehandling og 29,09 ± 8,78 ml/rotte/ dag etter behandling). Også, selv om det ikke er statistisk signifikant, var urinproduksjonen fra MSG-behandlede rotter (29,09 ± 8,78 ml/rotte/dag) tilsynelatende høyere enn for kontrollene (23,15 ± 10,55 ml/rotte/dag) (Figur 1D).
Metabolske endringer i metabolsk viktige organerNMR-spektrene til de innsamlede vevsprøvene ble analysert etter to ukers MSG-behandling. PCA av NMR-spektraldata ble opprinnelig utført for å observere åpenbare grupperinger og uteliggere (figur 2). Den klare klyngingen og fullstendig separasjon ble observert i hepatiske metabolittprofiler mellom kontrollgruppen og MSG-behandlet gruppe med en permutasjons-p-verdi på 0.002, R2X på 58 prosent , Q2Y på 0,84 og R2Y på 0,93 illustrert i PCA- og O-PLS-DA-poengplott (figur 2A, B). Et representativt OPLS-tilsvarende koeffisient belastningsplott med metabolitttilordning er presentert i figur 3 med signifikantlevermodeller angitt i figur 3A; alle signifikante endringer i metabolitter er oppsummert i tabell 1. I leveren ble høyere nivåer av seks metabolitter inkludert glukose, pyridoksin, 2-deoksyuridin, inosin, ukjent 1 og 2 funnet i den MSG-behandlede gruppen, mens elleve metabolitter , nemlig leucin, isoleucin, valin, alanin, N-acetylglykoprotein, aceton, 1,3-dimetylurat, histamin, xantin, kynurenat og nikotinamid, var signifikant høyere i kontrollgruppen. PCA-poengsummen basert pånyremetabolitter (figur 2C) indikerte ingen klar klynging mellom to grupper, og O-PLS-DA-modellen var statistisk signifikant med en permutasjons-p-verdi på 0.018, R2X på 56 prosent , Q2Y av 0.29 og R2Y på 0.74 (figur 2D). To endrede metabolitter ble funnet inyrevevmed betydelig høyere trimetylaminnivå og betydelig lavere pyridoksin i den MSG-behandlede gruppen sammenlignet med kontroller (figur 3B). Derimot avslørte resultatene av jejunum (Figur 2E, F), feces og plasma (Figur 2 og Figur S1) ingen klynging mellom behandlings- og kontrollgruppene illustrert i PCA- og O-PLS-DA-poengplott.
Korrelasjonsveiene til de signifikante metabolittene ileverognyrevevble undersøkt ved hjelp av KEGG ID-er og generert av Cytoscape-programvare. Metabolittene ble funnet å knytte sammen det metabolske nettverket. Når disse resultatene ble kombinert for å tegne et metabolsk veikart for å illustrere en mer intuitiv korrelasjon, ble metabolittene avslørt å være hovedsakelig assosiert med metabolske veier, slik som hepatisk glukoneogenese, forgrenede aminosyrer, vitamin B6 og trimetylaminmetabolisme ( Figur S3).
MSG-forbruk endrer tarmmikrobiomResultatene fra analyse av fekal bakteriesammensetning indikerte syv phyla, 15 klasser, 19 ordener, 46 familier, 127 slekter og 220 arter fra alle dyregrupper. De 7–10 beste artene ble valgt ut og prosentvis relativ overflod av bakteriesamfunn på fylum, klasse, rekkefølge, familie, slekt og artsnivå ble generert (figur 4). På filumnivå var de fire øverste relativt rikelig phyla i følgende rekkefølge - Firmicutes > Bacteroidetes > Proteobacteria > Actinobacteria hos alle dyr (Figur 4A). Forekomsten av Actinobacteria var signifikant lavere hos MSG-behandlede rotter (0,30 prosent) enn hos kontrollrotter (1,32 prosent) (Figur 5A).
På klassenivå var den mest tallrike mikrobiotaen Bacilli > Clostridia > Bacteroidia > Erysipelotrichia hos alle dyr (Figur 4B). Den MSG-behandlede gruppen hadde signifikant høyere Clostridia (31,59 prosent) enn kontrollgruppen (19,25 prosent). De MSG-behandlede rottene hadde imidlertid signifikant lavere Actinobacteria (0.15 prosent) enn kontrollrotter (1.09 prosent) (Figur 4B). Når de ble tolket på rekkefølgenivå, var Lactobacillales, Clostridiales, Bacteroidales, Erysipelotrichales rikelig i alle dyr (Figur 4C). Clostridiales var signifikant høyere hos MSG-behandlede rotter (31,59 prosent) enn hos kontrollrotter (19,25 prosent), mens Bififidobacteriales var signifikant lavere hos MSG-behandlede rotter (0,06 prosent) sammenlignet med kontrollrotter (1,06 prosent).
De fire mest tallrike familiene som vanligvis ble observert i alle forsøksdyr var i følgende rekkefølge - Lactobacillaceae > Erysipelotrichaceae > Clostridiaceae > Prevotellaceae (Figur 4D). På familienivå var Bififidobacteriaceae signifikant lavere, men uidentifiserte Clostridiales var signifikant høyere hos MSG-behandlede rotter sammenlignet med kontrollrotter. Den relative overfloden av topp fire slekter observert i alle dyrene var i følgende rekkefølge - Lactobacillus > Turicibacter > Prevotella < clostridium="" (figur="" 4e).="" et="" varmekart="" av="" de="" relative="" forekomstene="" på="" slektsnivå="" viste="" lavere="" forekomst="" av="" lactobacillus="" og="" høyere="" forekomst="" av="" clostridium="" i="" msg-behandlede="" rotter="" (figur="" 5b).="" dessuten="" ble="" den="" lavere="" forekomsten="" av="" bifidobacterium="" også="" observert="" hos="" msg-behandlede="" rotter="" (0,06="" prosent="" )="" sammenlignet="" med="" kontrollrotter="" (1,06="">
På artsnivå var de fire beste tarmbakterieartene som er vanlige hos alle rotter Lacto bacillus intestinalis, Turicibacter sanguinis, Clostridium saudiense og Muribaculum intestinale i rekkefølge (Figur 4F). I den MSG-behandlede gruppen var Flintibacter butyricus signifikant mer rikelig enn i kontrollgruppen, mens Faecalibaculum rodentium og Bififidobacterium pseudolongum var signifikant mindre rikelig.
Diskusjon
Flere bevis har konsekvent knyttet MSG-forbruk til uønskede effekter på menneskers helse, slik som høyere forekomst av metabolsk syndrom [3], overvekt [4,5] og arteriell hypertensjon [6]. Ikke desto mindre har data vært motstridende i noen tilfeller, og de underliggende mekanismene er fortsatt uklare. For å takle dette problemet, utforsket vi vevmetabolske endringer og tarmmikrobielle endringer indusert av MSG-forbruk. Som illustrert i den skjematiske representasjonen i figur 6, endret MSG-forbruk metabolittene assosiert med hepatisk glukoneogenese, forgrenet aminosyre (BCAA) metabolisme, vitamin B6 og trimetylaminmetabolisme. Dessuten undertrykte det kortsiktige MSG-forbruket den relative overfloden av Bififidobacterium, som anses som en gunstig bakterie, og Clostridium relatert til TMA- og TMAO-produksjon [30].
I leveren var metabolitter som glukose, pyridoksin (B6), 2-deoksyuridin, inosin, ukjent 1 og 2 signifikant høyere hos MSG-behandlede dyr enn hos kontroller, mens elleve metabolitter (dvs. leucin, isoleucin, valin) , alanin, N-acetylglykoprotein, aceton, 1,3-dimetylurat, histamin, xantin, kynurenat og nikotinamid) var signifikant lavere. For det første kan høyere nivåer av glukose indikere en økning av hepatisk glukoneogenese assosiert med MSG, som er i samsvar med tidligere rapportert høy plasmaglukose hos nyfødte griser som får MSG-tilskudd (1 g/kg kroppsvekt) [31]. For det andre kan de reduserte nivåene av alanin og tre BCAAer, inkludert valin, leucin og isoleucin, korrelere med aminosyrekatabolisme og energimetabolisme der karbonskjelettene deres kan brukes som forløpere for glukoneogenese (alanin, valin og isoleucin som glukogene aminosyrer) og energiproduksjon via trikarboksylsyresyklusen (TCA). I samsvar med forrige rapport fant vi at nedbrytningsproduktene av henholdsvis leucin og lysin, beta-hydroksyisovalerat og 5-aminovalerat, var signifikant høyere i urinen til MSG-behandlede rotter [13]. For det tredje, forhøyet pyridoksin ileverog redusert pyridoksin inyreav MSG-behandlede rotter antydet endring av vitamin B6-metabolismen. Vi fant også reduserte nivåer av histamin, kynurenat og nikotinamid ileverav MSG-behandlede rotter, som er produktene av B6-avhengige enzymer i histidin- og tryptofanmetabolismen. Sammenhengen mellom MSG-inntak og metabolisme av vitamin B6, histidin og tryptofan må undersøkes videre. For det fjerde hadde MSG-behandlede rotter høyere nivåer av trimetylamin (TMA) inyre. TMA syntetiseres fra kostholdsbestanddeler, inkludert kolin, L-karnitin og betain ved virkningen av mikrobielle enzymer [16]. TMA absorberes i stor grad på en passiv måte inn i portalsirkulasjonen, og oksideres hovedsakelig til trimetylamin-N-oksid (TMAO) av hepatiske flflavinholdige monooksygenaser (FMOs). En mindre del av TMA oksideres til dimetylamin (DMA) og metylamin (MA), og utskilles til slutt i urinen [32,33]. Høyere nivåer av DMA og MA i urinen til MSG-behandlede rotter ble rapportert tidligere [13]. Flere studier har vist at de forhøyede TMA-forløperne, kolin, eller dets metabolitter, TMAO, kan føre til progressivnyretubulointerstitiell fifibrose, kardiovaskulær sykdom og kronisknyresykdom[34–36]. Derfor er det forhøyede nivået av TMA inyrekan utgjøre koblingen mellom MSG-inntak ognyreskade.
Ved å flytte fra de observerte endringene i TMA, undersøkte vi tarmmikrobiotaen til MSG-behandlede rotter og demonstrerte endringen av de to hovedfilene, Firmicutes og Bacteroidetes. Den høyere forekomsten av Firmicutes, men lavere forekomst av Bacteroidetes, ble observert hos MSG-behandlede rotter. På slektsnivå hadde MSG-behandlede rotter høyere overflod av Clostridium og lavere forekomst av Lactobacillus og Bifidobacterium. Slekten Clostridium omfatter en gruppe mikroorganismer som tilhører phylum Firmicutes. Noen Clostridium spp. er assosiert med TMA-metabolisme ved å produsere enzymer for å omdanne kolin eller kostholdsbestanddeler til TMA [33,37,38]. De økte TMA-produserende tarmbakteriene, dvs. Clostridium spp., støtter økningen av TMA-metabolitter inyreog urin fra MSG-behandlede rotter. Dessuten reduserte MSG-forbruket Bifidobacterium-populasjonen, en probiotisk bakterie som spiller viktige roller i tarmhomeostase og helse [39]. Enkle og fordøyelige karbohydrater som laktose og sukrose metaboliseres i den øvre mage-tarmkanalen (GI) av verten og bakterier som laktobaciller. Imidlertid metaboliseres ikke-fordøyelige karbohydrater, dvs. kostfiber, i den nedre GI-kanalen av medlemmene av tarmmikrobiota, inkludert Bifidobacterium. En diett med høyt innhold av mettet fett og enkle sukkerarter, men utarmet av kostfiber, slik som en diett i vestlig stil, kan bidra til et lavere antall nyttige bakterier [40]. Reduksjonen av Bififidobacterium, en god bakterie, er rapportert ved kroniske inflammatoriske sykdommer som fedme [41], hepatitt B [42] og diabetes [43,44]. Effekten av MSG-forbruk på tarmmikrobiotaen hos mennesker ble rapportert tidligere uten signifikante endringer i mikrobiell sammensetning sammenlignet med baseline [45]. Den lave effekten av MSG på tarmmikrobiotaen i denne studien kan skyldes den lave dosen av MSG-tilskudd (2 g/dag), siden det gjennomsnittlige daglige MSG-inntaket i vår observasjon er 4 g/dag [3]. Vi fant at hver 1 g daglig MSG-inntak økte risikoen for å ha metabolsk syndrom. Selv om mekanismen for MSG-forbruk som fører til metabolske sykdommer ikke er etablert, kan reduksjonen av Bifidobacterium hos MSG-behandlede dyr være en ledetråd. Tilfeldigvis er den reduserte Bifidobacterium hos MSG-behandlede rotter funnet i denne studien lik den hos rotter med vitamin B6-mangel [46]. Den intensive studien av hvordan MSG reduserer gode bakterier og endrer vitamin B6-status trenger ytterligere undersøkelser.
Vi viste at MSG-forbruk induserte hepatisk ognyremetabolske endringer involvert i glukoneogenese og forgrenet aminosyre, vitamin B6 og TMA metabolisme, ledsaget av endringer i sammensetningen av tarmmikrobiota. Disse observasjonene tyder på at de endrede metabolske veiene kan være assosiert med uønskede effekter av langvarig MSG-forbruk, spesielt påleverognyre.